DNA BARCODING AND EDNA BARCODING IN DIATOMS 

JONAS ZIMMERMANN 
 
 
 
 

      
 
 

Dissertation zur Erlangung des Doktorgrades der Naturwissenschaftlichen 
Fachbereiche der Justus-Liebig-Universität Gießen 

 

November 2014 
 



 



 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
DEKAN 
Prof. Dr. Holger Zorn 
 
 
GUTACHTERIN 
PD Dr. Birgit Gemeinholzer 
PD Dr. Gernot Glöckner 
 
 
Jonas Zimmermann: DNA BARCODING AND EDNA BARCODING IN DIATOMS, 
Dissertation zur Erlangung des Doktorgrades der Naturwissenschaftlichen 
Fachbereiche der Justus-Liebig-Universität Gießen, 2014 
 
 
COVER: Navicula rhynchotella (LANGE-BERTALOT, 1993), drawing of a specimen 
from the River Spree 



 



 
 
 
 
 
 
 

The world is full of magical things patiently waiting for our wits to grow sharper 
Bertrand Russel 

 
 

To NE, my friends and parents 
 



 
 



CONTENTS 

PART I SYNOPSIS 1 

 RATIONALE 3 

 INTRODUCTION 5 

 PAPER OUTLINE 17 

 CONCLUSIONS AND OUTLOOK 21 

 SUMMARY 23 

 ZUSAMMENFASSUNG 25 

 REFERENCES 27 

PART II PUBLICATIONS 37 

 BARCODING DIATOMS: EVALUATION OF THE V4 SUBREGION ON THE 18S RRNA 

GENE, INCLUDING NEW PRIMERS AND PROTOCOLS 
39 

 CBOL PROTIST WORKING GROUP: BARCODING EURAKYOTIC RICHNESS BEYOND 

THE ANIMAL, PLANT, AND FUNGAL KINGDOMS 
61 

 TAXONOMIC REFERENCE LIBRARIES FOR ENVIRONMENTAL BARCODING: A BEST 

PRACTICE EXAMPLE FROM DIATOM RESEARCH 
69 

 METABARCODING VS. MORPHOLOGICAL IDENTIFICATION TO ASSESS DIATOM 

DIVERSITY IN ENVIRONMENTAL STUDIES 
95 

PART III APPENDIX 115 

 CURRICULUM VITAE 117 

 LIST OF PUBLICATIONS 119 

 ERKLÄRUNG 126 

 ACKNOWLEDGEMENTS 127 

 



 

 



 

 

 

 

 

PART I 

SYNOPSIS 

 

1



2



RATIONALE 

 

Water is covering over 70 % of our planet’s surface – not counting ice formations 

and phreatic waters – and it is a key resource for survival of all organisms, among 

them human beings. The oceans are one of the major driving  forces  for climatic 

conditions  on  earth  and  at  the  same  time  responsible  for  buffering  climatic 

extremes.  The  complex network of ocean  and  fresh water organisms provide  a 

crucial  food  source  for mankind.  Clean  inland  fresh water  is  already  a  heavily 

fought over resource and its availability is further decreasing due to e.g. pollution 

through anthropogenic  influences and climate change. Many countries have now 

installed  systems  for monitoring  the  environmental  health  of  their  inland  fresh 

water bodies and coastal waters. 

The  use  of  aquatic  organisms  as  indicators  of  the  status  of  water  bodies  has 

become  a  common  approach many  decades  ago.  Among  the most  important 

indicator  organism  groups  are  diatoms  as  implemented  e.g.  in  the  European 

Water  Framework Directive.  The  occurrence  and  composition  of  diatom  taxa  – 

each  correlated  to  specific  environmental  conditions  ‐  is  currently  commonly 

assessed  via  light  microscopy.  This  approach  is  prevalent,  however,  it  is  also 

limited because it is prone to subjectivity in classification of specimen phenotypes 

and also requires expert taxonomic knowledge. 

This dissertation aims to develop an alternative and more objective system for the 

identification of diatom taxa and the assessment of diatom community structure 

for water quality analysis using a DNA sequence based approach. The presented 

alternative  –  called  environmental  DNA  barcoding  –  uses  a  short,  but  taxon 

specific DNA fragment to unambiguously identify diatom taxa from water samples. 

The publications  in  this work not only  introduce an appropriate DNA barcoding 

marker along with a standard laboratory protocol, but demonstrate the potential 

of  the new approach  to capture diatom diversity. Furthermore,  this dissertation 

includes  a  critical  examination  of  necessary  standards  for  the  build‐up  of 

reference  databases.  It  emphasises  the  necessity  of  integrative  science  in  the 

development  of  new  methodologies,  as  it  combines  DNA  metabarcoding, 

taxonomy, phylogeny and scientific documentation.  

 

3



 

4



INTRODUCTION 

 

AN INTRODUCTION TO DIATOMS 

Diatoms were  first mentioned as adhering  to roots of pond‐weed  in 1703 by an 

anonymous  gentleman  (Anonymous  1703).  His  findings  were  nonetheless 

published  in the Philosophical Transactions of the Royal Society of London  (Ford 

1991;  Round  et  al.  1990).  In  the  second  half  of  the  18th  century  O.F. Müller 

described  several  species  of  diatoms  (Müller  1783,  1786),  and  one  of  these 

species,  namely  Vibrio  paxillifer,  later  on  became  the  type  taxon  for  the  first 

diatom  genus  Bacillaria,  described  by  Gmelin  (1791).  Müller  called  diatoms 

“Animalcula infusoria” (Müller 1786), the German translation “Infusionsthierchen” 

was  also used by  Ehrenberg  (1838),  an early pioneer of micropaleontology  and 

diatom research. “Infusionsthierchen” as part of the protozoa were considered to 

belong  to  the  animal  kingdom.  As  unicellular motile  organisms,  diatoms were 

classified as animals by most authors (e.g. Bory (1822)), but it remained a topic of 

discussion whether  this  classification was accurate.  In 1844 Kützing published a 

monograph on “kieselschalige Bacillarien”, and he treated diatoms as plants inter 

alia due to the presence of chlorophyll and photosynthetic activity in diatom cells 

(Kützing  1844).  After  this  publication,  diatoms  were  almost  always  treated  as 

algae (with the exception of Ehrenberg); however, “algae” is a paraphyletic taxon, 

pooling all aquatic photosynthetic organisms. 

 

Figure 1: SEM pictures of Caloneis amphisbaena (Bory) Cleve frustules (Lusatian Neisse, Germany). A Top view; ca 

central area, ci cingulum (girdle band); scale 20 μm. B External view of epitheca and internal view of hypotheca; et 

epitheca, ht hypotheca, ra raphe, st striae; scale 30 μm. Photographs taken by the Research Group Diatoms, Botanic 

Garden and Botanical Museum Berlin‐Dahlem. 

Diatom  plastids  are  usually  greenish‐brown,  as  carotinoid  pigments  (e.g.  ß‐

carotene, diatoxanthin, diadinoxanthin and fucoxanthin) conceal the green colour 

of the chlorophylls (Goodwin 1974). Diatoms possess chlorophyll a, c2 and c1 or c3 

(Stauber &  Jeffrey 1988).  The diatom plastids  arose  from  an  ancient  secondary 

5



endosymbiosis  with  a  photosynthetic  eukaryote  of  red  algal  origin,  but  new 

studies  showed  that  the  plastid  genome  of  the  diatoms  also  contains  genes  of 

green  algal  derivation,  whereupon  different  scenarios  of  this  process  are 

discussed (Dorrell & Smith 2011; Moustafa et al. 2009). However, the ancestry of 

these genes  is still disputed due to  large scale phylogenetic analyses (Burki et al. 

2012; Woehle et al. 2011). 

Today,  the  mostly  photoautotrophic 

diatoms or Bacillariophyta are classified as 

Stramenopiles,  formerly  belonging  to  the 

kingdom Chromalveolata, a group that also 

includes  brown  algae,  golden  algae  and 

several  non‐photosynthetic  relatives 

(Andersen  2004).  A  more  recent 

classification places the Stramenopiles  into 

the  SAR  supergroup  (Burki  et  al.  2007), 

including  Stramenopiles,  Alveolates  and 

Rhizaria. 

The traditional delimitation of diatom taxa 

is  based  on  the morphology  of  the  silica 

(SiO2; nH2O)  cell wall,  a unique  feature of 

diatoms. The wall of each cell  is composed 

of  two  valves  (shells),  the  epi‐  and 

hypotheca, which are connected by several 

girdle bands or cinctures (Fig. 1). The valves 

feature  several  elaborate  and  complex 

structures  that  can  vary  distinctively 

between different taxa (Round et al. 1990). 

Typical  structures  are  areolae,  ocelli, 

portulae, pores, spines, slits (e.g. raphe and 

striae), and ridges. The siliceous valves void 

of other organic compounds are referred to 

as  frustules  (Round  et  al.  1990).  The  size, 

shape  and  sculpturing  of  the  valves  are 

used  for  the  taxonomic  subdivision  of 

diatoms (Stoermer & Smol 1999). 

Traditionally diatoms were arranged  into  round or actinomorphic  “centric”  (Fig. 

2a)  and  elongate,  bilateral  symmetric  “pennate”  cells  (Fig.  2b,c).  Some  of  the 

pennate cells are characterised by one or two  longitudinal slits, the raphes. This 

group of diatoms is called raphid pennates (Fig. 2c) and it is discriminated from a 

second group, the araphids  (Fig. 2b), which  lack a raphe. The traditional division 

into two orders Centrales (centrics) and Pennales (pennates) has been refined to 

Figure 2: SEM pictures of valves from the main 
diatom  groups.  A  Centric  diatom  genus 
Stephanodiscus  Ehrenberg  (Lake  Tegeler  See, 
Germany);  scale  6  μm.  B  Pennate,  araphid 
diatom  genus  Staurosira  Ehrenberg  (Lake 
Balaton,  Hungary);  scale  5  μm.  C  Pennate, 
raphid  diatom  genus    Navicula  Bory  (River 
Spree,  Germany);  scale  8  μm.  Photographs 
taken by the Research Group Diatoms, Botanic 
Garden and Botanical Museum Berlin‐Dahlem.

6



the  classification  into  three  classes,  splitting  the  Pennales  based  on  raphe 

morphology  (Guiry 2013+; Round et al. 1990). The centrics are combined  in  the 

Class Coscinodiscophyceae Round & R.M. Crawford, the araphid pennate diatoms 

in the Class Fragilariophyceae Round and the raphid pennate diatoms in the Class 

Bacillariophyceae  Haeckel.  Whereas  the  Centrales  (corresponding  to  the 

Coscinodiscophyceae)  are  a  paraphyletic  taxon,  the  pennates  (including 

Fragilariophyceae  and  Bacillariophyceae)  are  considered  a monophyletic  group 

(Sims  et  al.  2006).  However,  this  classification  is  still  in  discussion  and  under 

revision  (Medlin  &  Kaczmarska  2004),  especially  because  molecular  data  has 

considerably altered the view on diatom systematics and phylogeny  (Alverson & 

Theriot 2005; Theriot et al. 2010). 

According  to e.g. Coyne  and Orr  (Coyne & Orr 2004)  the most  commonly used 

species concept is the so called “biological” species definition introduced by Mayr 

(1942). However,  this  is  not  practicable  for  the  definition  of  species  in  protists 

(Brown & Lomolino 1998; Wilson 2003) and therefore also in diatoms. The mostly 

descriptive species concept  in diatoms  is based on morphological discontinuities 

in  closely  related  taxa;  and  utilises  therefore  a  “phenetic”  species  definition 

(Hutchinson 1968). 

The  number  of  extant  diatom  species  is  estimated  to  be  between  30,000  and 

100,000  (Mann & Vanormelingen 2013; Norton et al. 1996). Therefore  they are 

often considered as one of the most species rich lineages in the Eukaryotes (Mann 

1999; Mann & Droop  1996),  albeit  diatoms  are  better  documented  than most 

other protist groups, which  renders numerical  comparisons difficult. So  far only 

12,000 species have been formally presented to science, therefore the majority of 

species  still  awaits  discovery  and  description  (Mann  &  Vanormelingen  2013; 

Smetacek 1999). 

The diatom fossil record is very good due to their siliceous cell walls which survive 

aeons. Many  taxa have been and  still are being described  from  sediment  cores 

and other fossilised material. For a long time the first paleontological occurrence 

of diatoms was considered to be derived from the Lower Cretaceous (early Albian, 

111 Ma) from the Weddell Sea, Antarctica (Gersonde & Harwood 1990). But more 

recent fossil data from the early Jurassic (185 Ma ago, Pliensbachium) had proven 

that diatoms are much “older” (Kooistra & Medlin 1996) and molecular clock data 

(Kooistra  &  Medlin  1996)  and  sedimentary  evidence  (Schieber  et  al.  2000) 

suppose  that  they have an earlier origin. There are also  ideas  that  the origin of 

diatoms could be correlated to the period after the Permian mass extinction (P‐Tr 

event) (Medlin et al. 1997). The  lack of fossil data within this period  is explained 

by the hypothesis that diatoms first were not silicified (Raven & Waite 2004). 

Diatoms occur in virtually all aquatic habitats – freshwater as well as marine ‐ but 

also in soil or as aeroplankton. Life strategies include planktonic forms and benthic 

7



species  adhering  to many  different  kinds  of  substrate  (e.g. mud,  sand,  stones, 

plants, algae, animals). Benthic diatoms are mostly raphid and their raphe seems 

to  be  an  essential  innovation  for  the  very  successful  colonisation  of  benthic 

habitats  in  both  marine  and  freshwater  ecosystems,  as  it  allows  directional 

motility  (Sims  et  al.  2006).  Diatoms  also  appear  in  interstitial  and  intertidal 

communities.  Psychrophilic  diatoms  populate  e.g.  the  upper  and  lower  side  of 

Arctic  (Van  Baalen & O'Donnell  1983;  Van  de  Vijver  et  al.  2004)  and  Antarctic 

(Aletsee &  Jahnke  1992;  Van  de  Vijver  et  al.  2004)  ice  formations.  To  endure 

different  extreme  environmental  conditions,  e.g.  desiccation  during  droughts, 

many diatom species can form resting stages, either in the form of auxospores or 

dormant vegetative cells (Round et al. 1990).  

Most diatoms secrete polysaccharides which can form gelled capsules around the 

cells  in  the  form  of  threads,  pads  or  stalks  (Daniel  et  al.  1987)  which  are 

sometimes  used  to  firmly  attach  to  all  kind  of  substrates.  This  polysaccharide 

mucus also allows these single celled organisms to live in many different types of 

colonies (Round et al. 1990). These complex polysaccharides are a photosynthetic 

storage  product  as  are  a  number  of  long‐chain  omega‐3  polyunsaturated  fatty 

acids. Both organic compounds are responsible  for diatoms being at the base of 

most  aquatic  food webs  and  a  preferred  food  source  for  invertebrate  grazers 

(Armbrust  2009).  The  omega‐3  fatty  acids  bio‐accumulate  in  fish  after  passage 

through  the  aquatic  food  web,  and  are  here  harvested  as  dietary  "fish  oil" 

supplements (Lebeau & Robert 2003). 

Not  only  because  of  these  polysaccharides  and  fatty  acids  do  diatoms  play  an 

important  role  in  most  ecosystems,  but  also  due  to  their  capability  to  fixate 

carbon dioxide and silica. They are responsible for at  least 25 % of global carbon 

dioxide  fixation  (Falkowski  et al. 1998;  Field  et al. 1998; Mann 1999;  Smetacek 

1999). Furthermore,  they  contribute approximately between 20 %  (Mann 1999) 

and  45  %  (Yool  &  Tyrrell  2003)  of  the  global  net  primary  production.  A  very 

interesting unique feature for photosynthetic organisms  is a metazoan‐like urea‐

cycle in diatoms, which is an important player in effective nitrogen fixation and is 

believed to be responsible for the dominating role of diatoms especially in marine 

environments (Allen et al. 2011). 

 

 

8



DIATOMS AS BIOLOGICAL INDICATORS 

Water  bodies  are  complex  ecosystems  that  are  influenced  by  many  different 

factors,  such  as  e.g.  climate,  land  use  and  geomorphology  in  the  watershed 

(Stoermer & Smol 1999). These  influences can change the chemical, physical and 

biological  composition  of  the  water  bodies  on  a  spatial  and  temporal  scale 

(Richards et al. 1996). Quality control of water bodies is crucial as they account for 

over  70 %  of  the  Earth’s  surface  (not  counting  phreatic water  systems  and  ice 

formations) and represent a large economic value for human society (Zinger et al. 

2012). 

To  assess  the  ecological  status  of  a  water  body  often  physical  and  chemical 

measurements  are  used.  In  an  ideal  approach  all  chemical  and  physical  factors 

that  could  influence  the  integrity  of  the  ecosystem  should  be  continuously 

measured  (Barbour  et  al.  1995; Norris & Morris  1995);  this,  however,  is  highly 

impractical  (Stoermer  &  Smol  1999).  An  alternative  is  the  use  of  biological 

indicators. Biological indicators show specific reactions to their environment. Thus, 

complex chemical and physical changes which might be difficult  to measure can 

be assessed with such indicators (Stoermer & Smol 1999). They provide a holistic 

assessment not only of the current status in a water system, but also often of past 

events  (Stoermer &  Smol 1999). Beyond  the  assessment of water quality many 

monitoring programs are also concerned with the management and protection of 

the  organisms  that  dwell  in  it.  Chemical  and  physical  data  cannot  provide 

information  on  the  status  of  organisms  or  their  condition,  while  biological 

indicators  can.  Commonly  used  groups  of  indicator  organisms  are  e.g.  fish, 

macrozoobenthos,  phytoplankton  and  phytobenthos;  a major  part  of  the  latter 

being diatoms (European Parliament 2000).  

Diatoms  have  one  of  the  shortest  generation  times  of  all  biological  indicator 

groups and therefore have the potential to also provide short term indications of 

environmental  change  (Rott  1991). Diatoms  as  bioindicators were  first  used  to 

assess water quality  in  lakes, but  this application was  later extended  to streams 

and  rivers  (Round 1991). Periphytic  and phytobenthic diatoms  are used  for  the 

assessment of ecological status in rivers and streams, whereas planktonic diatoms 

provide valuable  information  in  large  lowland rivers and  lakes  (Stoermer & Smol 

1999), as well as in marine environments. 

As  diatoms  are  well  preserved  in  fossil  sediments  and  serve  as  important 

stratigraphic  indicators  (Spaulding  &  McKnight  1999;  Stevenson  &  Pan  1999; 

Stoermer & Smol 1999), their analysis enables status assessments of water bodies 

not only in the present but also in the past. This is achieved through the combined 

analysis of diatom assemblages in the sediment and extant samples, which allows 

for  the  reconstruction  of  past  water  chemistry  and  periods  of  increased  or 

9



decreased moisture, resulting  in data on climatic variability through time (Davies 

et al. 2002). 

The  presence/absence  as well  as  the  abundance  of  individual  diatom  taxa  is  a 

direct  respond  to  short  term  shifts  in  biological,  chemical  and  physical  factors, 

such as herbivory (McCormick & Stevenson 1989; Steinman et al. 1987), nutrient 

concentration (Pan et al. 1996; Pringle & Bowers 1984), contaminants (Cox 1991) 

and  temperature  (Descy  &  Mouvet  1984;  Squires  et  al.  1979).  However,  the 

specific  composition of diatom  communities  is  also  a  sensitive  indicator of mid 

term and long term changes in their environment that are due to climatic change 

and an increasing anthropogenic pressure (Eiler et al. 2013), the latter resulting in 

e.g. acidification or eutrophication (Spaulding & McKnight 1999; Stevenson & Pan 

1999). While  some diatom  species have a broad ecological plasticity, others are 

adapted to specific environmental conditions. Those species with narrow optima 

and  tolerances  for  different  environmental  variables  often  react  quickly  to  an 

alteration of  their environment with changes  in  their growth  rate, which can be 

quite considerable in diatom populations. This leads to differences in biomass and 

species  composition  of  diatom  assemblages  (Patrick  1961).  These  species  can 

function with  a  high  level  of  certainty  as  indicators  for  shifts  in  environmental 

conditions  (Round  et  al.  1990).  Closely  related  species  are  often  found  under 

vastly different ecological conditions  (Poulíčková et al. 2008; Vanelslander et al. 

2009). 

In many countries (Adler 1995; Dell'Uomo 1999; Descy & Coste 1991; Kelly 1998; 

Prygiel et al. 2002; Stevenson & Pan 1999; Zalack et al. 2010) diatom  indices are 

being used for water quality assessments. In the European Union, most countries 

have by now implemented the standardised European Water Framework Directive 

(WFD)  (2000)  into  their  legislation. Two main  types of diatom  indices  for water 

quality  assessments  have  been  used.  The  first  type  are  autecological  indices, 

based on the work of Kolkwitz and Marsson (1908). These infer levels of pollution 

utilising  the  composition  of  the  species  and  the  ecological  preferences  and 

tolerances  of  the  individual  taxa  present  in  the  assemblage  (Butcher  1947; 

Dell'Uomo 1999; Lange‐Bertalot 1979a; Lange‐Bertalot 1979b; Lowe et al. 1986). 

A second type of indices mainly relies on the diversity of the diatoms as indicator 

of ecosystem health (Patrick 1949; Patrick & Strawbridge 1963; Patrick et al. 1954). 

The WFD  issues  standardised  guidelines  on  how  to  handle  and  analyse  diatom 

assemblages to  infer the ecological status of water bodies (European Committee 

for  Standardization  2003,  2004;  Kelly  et  al.  1998).  The  analysis  demands 

unambiguous  identification  of  diatoms  down  to  the  species  level  via  their 

frustules  using  light microscopy.  However,  even  though  diatoms  possess more 

morphological  characters  than other protist groups,  it  is  still difficult  to  identify 

diatoms  morphologically  below  the  genus  level.  It  needs  expert  taxonomic 

knowledge  and  often  expensive  infrastructure  as  many  of  the  morphological 

10



characters can only be detected by scanning electron microscopy or similar high 

resolution  technologies.  Furthermore,  the  morphological  characters  can 

substantially vary even within populations or clonal cultures  (Bailey‐Watts 1976; 

Jahn 1984; Medlin et al. 1991; Van de Vijver et al. 2013; Zinger et al. 2012), e.g. 

due  to  frustule  size  changes  during  vegetative  reproduction.  And  even  if  all 

necessary  characters  for  identification  are  available,  trained  taxonomists 

sometimes  come  to  different  conclusions,  either  due  to  differing  taxonomic 

concepts or because the descriptions available allow for different  interpretations 

(Mann  et  al.  2010).  All  these  factors  can  contribute  to  misleading  ecological 

assessments  due  to  misidentifications  (Archibald  1984;  Morales  et  al.  2001). 

Furthermore, it renders these assessments inherently operator dependent (Zinger 

et al. 2012). 

 

 

11



DNA BARCODING AND EDNA BARCODING 

The concept of DNA barcoding  (Hebert et al. 2003)  introduced a DNA sequence 

based  identification  alternative/complement  to  traditional  morphological 

approaches. The DNA barcode consists of a marker fragment easily sequenced  in 

one read that unambiguously  identifies a given taxon (Hebert et al. 2003; Moritz 

& Cicero 2004; Stoeckle 2003; Zimmermann et al. 2011),  independent of  its  life 

stage (Eiler et al. 2013; Hajibabaei et al. 2005; Hajibabaei et al. 2012; Mann et al. 

2010;  Shokralla  et  al.  2012)  by  comparison  with  a  reference  database. 

Environmental DNA  (eDNA) barcoding  (Kermarrec et al. 2014) or metabarcoding 

compares  the  sequence  of  an  unidentified  specimen  from  an  environmental 

sample  to  sequences  in  a  reference  database.  The  unassigned  sequence  is 

matched  to  an  identified  specimen with  the  highest  sequence  similarity  in  the 

reference database, thus allowing the placement of this sequence in a relationship 

tree (Ratnasingham & Hebert 2007). 

DNA  barcoding  can  serve  the  purpose  of  sequenced  based  characterisation  of 

genera,  species  or  even  taxa  on  the  subspecific  level  (molecular  taxonomy), 

whereas  eDNA  barcoding  evaluates  the  community  composition  in  a  target 

environment  (Schindel & Miller  2005;  Zimmermann  et  al.  2011).  Especially  the 

latter  requires  high  throughput  approaches.  Collins  &  Cruickshank  (2013) 

recommend  the  concept  of  specimen  identification  and  species  discovery  to 

elucidate  the  fact  that  the  identified  organism  is  an  individual  representing  a 

taxon rather than delimiting one. Species discovery on the other hand can only be 

aided by DNA barcoding, as it cannot be decided on sequence data alone whether 

a  sequence  dissimilar  to  already  known  ones  correlates  to  a  novel  species;  it 

needs a formal taxonomic description and the substantiation by different kinds of 

data: e.g. morphology, DNA sequence data of several markers, ecology (DeSalle et 

al. 2005; DeSalle 2006; Moritz & Cicero 2004). 

However,  as  the  eukaryotic  diversity  of  small  and  microbial  organisms  has  a 

formative  role  in  almost  all  ecosystems  and  because  its  traditional  taxonomic 

discovery  poses  a  big  challenge  due  to  the  lack  of  accessible  discriminating 

morphological  characters,  new  and  accelerated  methods  of  discovery  and 

identification are needed (Godfray et al. 1999; Monaghan et al. 2009; Novotny et 

al.  2006).  Generally,  DNA  based  approaches  could  overcome  some  of  the 

challenges (Blaxter & Floyd 2003; Tautz et al. 2003), but only in the case that the 

variation  in  the  used  marker  regions  would  correspond  to  species  level  taxa 

(Monaghan et al. 2009). 

Impediments for DNA based taxonomical approaches could be incomplete lineage 

sorting and  introgression, because divergence of a single marker can antedate or 

lag behind species divergence (Hudson & Coyne 2002). 

12



A  third  concern  is  the  lack of knowledge about  the  relation between  inter‐ and 

intraspecific genetic variation of DNA barcoding regions in several lineages which 

makes it difficult to establish quantitative boundaries between taxa. Thresholds of 

genetic  divergence,  derived  from  uncorrected  p‐distances,  have  been  used  to 

delimit  species,  the  best‐known  (and  controversial)  being  the  10x  rule  in 

metazoans (Hebert et al. 2004). The rule claims that a genetic variation of 10× the 

average intraspecific difference indicates a new species in metazoans (Hebert et al. 

2004). For prokaryotes a similar concept has been  introduced with the 97 % rule 

by Forney et al. (2004); stating that sequences with  less than 97 % similarity are 

most  likely  to  be  derived  from  different  species.  Threshold  based  approaches 

yielded mixed success in many organism groups (Meyer & Paulay 2005; Moritz & 

Cicero  2004),  among  them  diatoms  (Zimmermann  et  al.  2011).  Tree  based 

approaches, such as the general mixed Yule‐coalescent (GMYC) model (Fontaneto 

et al. 2007; Pons et al. 2006) implement evolutionary models in the assessment of 

species boundaries by  inferring these from a shift  in branching rates on the tree 

(Monaghan et al. 2009). 

In  summary, next  generation DNA  sequencing  techniques have  the potential  to 

accelerate  species  discovery  from  environmental  samples,  but  only  under  the 

condition  that  operational  taxonomic  units  (OTUs)  –  a  “cloud”  of  similar 

sequences – could be related to species (Monaghan et al. 2009). 

Using  DNA  barcoding  for  the  identification  of  specimen  rather  than  species 

discovery has advantages over morphological approaches (Packer et al. 2009). Not 

only  because  the  interpretation  of  morphological  characters  is  prone  to 

subjectivity, but also because there  is only a  limited number of taxonomists that 

are  qualified  to  do  morphology  based  identifications  (Archibald  1984). 

Furthermore,  there  are  cases where morphological  features  are  insufficient  to 

discriminate  between  taxa  or  are  not  easily  accessible,  but  where  the  DNA 

sequence shows distinct nucleotide differences for organismal delimitation. These 

taxa are often  referred  to as cryptic or semi‐cryptic species.  In diatoms  for only 

about 15 species the relationship between diagnostic morphology and biological 

species boundary has been investigated in detail (Amato et al. 2007; Behnke et al. 

2004; Casteleyn et al. 2008; Kaczmarska et al. 2008; Vanormelingen et al. 2007). 

Molecular  taxonomy  could  make  an  important  addition  to  the  so  far  used 

phenetic  species  concept  in diatoms as  it already has  in other micro‐eukaryotic 

groups e.g. (Barth et al. 2006; Chantangsi et al. 2007; Scicluna et al. 2006). 

If DNA barcoding is used for identification of diatom species, it does not rely on a 

pre‐existing  concept  of  species  boundaries,  the  identified DNA  sequence  based 

units can be transferred to any taxonomic concept (Rach et al. 2008). This  is due 

to the fact that the sequence of any given specimen remains the same, regardless 

which  taxon  the  specimen  is assigned  to. Of  course different alleles or multiple 

and varying copies of the same sequence locus can occur in a single specimen and 

13



this  should be  taken  into account when choosing and using barcode makers  for 

identification. 

Identification  of  specimen  using DNA  barcoding  has  also  been  criticised;  partly 

because  it  is said to use a single complex character for  identification rather than 

multiple  morphological  (Dasmahapatra  &  Mallet  2006;  Moritz  &  Cicero  2004; 

Rubinoff et al. 2006) and/or molecular traits (Dasmahapatra et al. 2010; Dupuis et 

al. 2012). Also it has been noted that because often only very few individuals of a 

given  taxon  or  closely  related  taxa  have  been molecularly  studied,  intraspecific 

variation has  likely been underestimated, while  interspecific  variation has been 

overestimated  (Dasmahapatra  &  Mallet  2006).  Collins  and  Cruickshank  (2013) 

suggest an  increased diligence  in  the a priori  identification of specimen via DNA 

barcoding  due  to  these  and  other  shortcomings,  such  as  the  influence  of 

misidentifications of reference taxa (see below). Despite all these problems DNA 

barcoding  has  proven  useful  in  many  organismal  lineages,  especially  in  the 

investigation  of  environmental  samples  (Behnke  et  al.  2011;  Eiler  et  al.  2013; 

Hajibabaei et al. 2011; Kermarrec et al. 2014; Pawlowski et al. 2011; Zimmermann 

et al. 2014b).  

Several studies demonstrated  the use of DNA barcoding  for  the  identification of 

diatoms  from  environmental  samples  e.g.  (Kermarrec  et  al.  2014;  Stoof‐

Leichsenring  et  al.  2012),  but  there  is  an  ongoing  discussion  about  the  ideal 

barcoding  marker.  The  first  proposed  DNA  barcode  marker  has  been  the 

mitochondrial  cytochrome  c  oxidase  subunit  1  (cox1)  (Hebert  et  al.  2003). 

However,  in diatoms  it has been proven to be not practicable, mostly due to the 

impossibility  of  designing  universal  diatom  primers  e.g.  (Moniz  &  Kaczmarska 

2009; Zimmermann et al. 2011). As  in most organism groups many alternatives 

have  been  discussed  (Hamsher  et  al.  2011;  Luddington  et  al.  2012; Moniz  & 

Kaczmarska 2009, 2010; Zimmermann et al. 2011), among them the ribulose‐1,5‐

bisphosphate‐carboxylase/oxygenase  large subunit  (rbcL) and  the 18S V4  region. 

The latter is also the pre‐barcode for protists (Pawlowski et al. 2012). 

Another  critical  point  for  eDNA  barcoding,  besides  the  selection  of  the 

appropriate barcode marker and the establishment of a working analysis protocol, 

is the creation of the reference  library  (in  form of a reference database) against 

which  the  environmental  sequences  are  compared  e.g.  (Becker  et  al.  2011; 

Bortolus 2008; Collins & Cruickshank 2013; Kvist 2013). The most commonly used 

reference  databases  are  the  barcoding  of  life  database  BOLD  (Ratnasingham & 

Hebert  2007)  and GenBank  (http://www.ncbi.nlm.nih.gov/genbank)  respectively 

EMBL/ENA  (http://www.ebi.ac.uk/ena)  and  DDJB  (http://www.ddbj.nig.ac.jp/). 

But the taxonomic classification of the sequence data in these databases is often 

of  questionable  quality  (Kvist  2013;  Zimmermann  et  al.  2014a).  The  dubious 

quality  of  the  reference  data  has  a  direct  influence  on  the  quality  of  eDNA 

barcoding  analysis  of  environmental  samples.  Therefore  it  is  necessary  to 

14



establish  standards  on  how  to  deposit  and  document  reference  data.  Better 

sequence  documentation  ‐  facilitating  the  traceability  of  sequence  data  to  the 

original specimen ‐ does not only increase the quality of eDNA barcoding but also 

increase the re‐usability of deposited data (Enke et al. 2012). 

 

 

15



RESEARCH OBJECTIVES 

To  establish  eDNA  barcoding  as  an  alternative  and/or  an  addition  to  classical 

microscopical analysis of diatom communities for water quality assessments, this 

study explores several methodological aspects of eDNA barcoding: 

 The choice of an appropriate marker for eDNA barcoding in diatoms 

 The  establishment  of  a  working  laboratory  protocol  for  the  analysis  of 

diatom communities from environmental samples 

 A critical assessment of reference libraries in diatoms 

 The  taxonomical  discriminatory  power  of  eDNA  barcoding  in  diatoms  in 

comparison to light microscopy 

16



PAPER OUTLINE 

 

This dissertation comprises four papers that are presented in chronological as well 

as logical order. The first two papers are concerned with the establishment of an 

universal  barcoding  marker  system  in  protists  (paper  2)  and  the  appropriate 

marker region in diatoms and the establishment of a suitable laboratory protocol 

for  eDNA  barcoding  in  the  latter  group  (paper  1).  The  third  paper  critically 

discusses the current state of sequence associated taxonomic  information  in the 

available reference databases for diatoms and proposes guidelines for future data 

deposition.  The  fourth  paper  shows  the  applicability  of  eDNA  barcoding  for 

diatom community analysis within the scope of water quality assessments  in the 

European water framework directive. 

 

 

PUBLICATION 1 

Zimmermann, J., Jahn, R., Gemeinholzer, B. (2011). Barcoding diatoms: evaluation 

of the V4 subregion on the 18S rRNA gene,  including new primers and protocols. 

Organism Diversity & Evolution 11 (4): 173‐192. 

Outline – This study evaluates several regions of the SSU 18S rRNA gene for DNA 

barcoding  in  diatoms.  With  universal  applicability,  easy  amplification  and 

sequencing as well as taxonomical discriminatory power as desired prerequisites 

for a barcoding marker in diatoms. The V4 region of the 18S gene is identified to 

have the best properties in relation to these criteria. It is also short enough to be 

suitable for next generation sequencing approaches. A laboratory protocol for the 

amplification and sequencing of the 18S V4 region diatoms is established including 

universal  primers.  The  intra‐  and  interspecific  variation  of  the marker  region  is 

tested  on  35  representative  taxa  of  diatom  diversity.  The  taxonomical 

discriminatory power of  the 18S V4  regions has been  further  tested  in  silico on 

123 taxa as well as in a cryptic species complex within Sellaphora. 

Contribution – Lead author, molecular/lab work, data analysis. 

 

 

17



PUBLICATION 2 

Pawlowski,  J.,  Audic,  S.,  Adl,  S.,  Bass, D.,  Belbahri,  L.,  Berney,  C.,  Bowser,  S.S., 

Cepicka, I., Decelle, J., Dunthorn, M., Fiore‐Donno, A.M., Gile, G.H., Holzmann, M., 

Jahn,  R.,  Jirků, M.,  Keeling,  P.J.,  Kostka, M.,  Kudryavtsev, A.,  Lara,  E.,  Lukeš,  J., 

Mann, D.G., Mitchell, E.A., Nitsche,  F., Romeralo, M.,  Saunders, G.W.,  Simpson, 

A.G., Smirnov, A.V., Spouge, J.L., Stern, R.F., Stoeck, T., Zimmermann, J., Schindel, 

D.,  de  Vargas,  C.  (2012).  CBOL  Protist  Working  Group:  Barcoding  Eurakyotic 

Richness  beyond  the  Animal,  Plant,  and  Fungal  Kingdoms.  PLoS  Biol.;10(11): 

e1001419. 

Outline – This publication summarises the discussion on DNA barcoding within the 

protist research community. As the protist richness  is vastly unknown, the paper 

proposes  a  two  step  DNA  barcoding  approach  to  assess  and  describe  protist 

diversity:  in a  first  step  the universal pre‐barcode 18S V4  should document  the 

basic  diversity  in  all  protist  groups.  This  universal  pre‐barcode  is  especially 

important  in  the  analysis  of  environmental  communities where many  kinds  of 

protists live along each other and need to be accessed with the same marker. In a 

second step group‐specific barcodes are discussed to provide further information 

on taxon diversity and delimitation within each individual group. To document the 

protist  diversity  also  cell  cultures  need  to  be  established  and  the  sequence 

information  derived  from  those  cultures  need  to  be  deposited  in  a  protistan 

reference library to make protist diversity less anonymous. 

Contribution – Analysis of diatom metadata, active contributions to content, text 

and figures of manuscript. 

 

 

18



PUBLICATION 3 

Zimmermann, J., Abarca, N., Skibbe, O., Kusber, W.‐H., Enk, N. & Jahn, R. (2014). 

Taxonomic  Reference  Libraries  for  Environmental  Barcoding:  a  Best  Practice 

Example from Diatom Research. PLoS ONE 9(9): e108793. 

Outline  –  This  paper  critically  assesses  the  consistency  of  sequence  associated 

taxonomic information for the two commonly used barcoding markers 18S V4 and 

rbcL  in  the  International  Nucleotide  Sequence  Database  Collaboration  (INSDC, 

including  GenBank,  EMBL/ENA  and  DDBJ)  for  naviculoid  diatoms.  As  the 

taxonomic consistency  is found to be very  low, this paper develops best practice 

guidelines  in  a  mulitproxy  data  approach  on  how  to  document  sequence 

associated  information  on  the  example  of  37  freshwater  from  15  naviculoid 

diatom genera. These guidelines  include  that each  reference sequence needs  to 

be  linked to a voucher specimen – and also to photographic documentation –  in 

order  to  provide  a  complete  chain  of  evidence  back  to  the  formal  taxonomic 

literature. It is demonstrated that the critical revision of collection material for the 

taxonomic  reference  database  opens  up  the  possibility  of  reassessing 

phylogenetic and  taxonomical data and  in  the present paper also  results  in  the 

description of 4 new species. 

Contribution  –  Lead  authorship,  design  and  performance  of  molecular 

experiments, data analysis. 

 

 

19



PUBLICATION 4 

Zimmermann,  J.,  Glöckner,  G.,  Jahn,  R.,  Enke,  N.  &  Gemeinholzer,  B.  (2014). 

Metabarcoding  vs.  morphological  identification  to  assess  diatom  diversity  in 

environmental studies. Molecular Ecology Resources . 

Outlook  –  This  publication  comprises  a  methodological  comparison  of  eDNA 

barcoding  (marker  18S  V4)  and  light microscopy  for  the  assessment  of  diatom 

communities  according  to  the  European  Water  Framework  Directive.  Seven 

environmental  samples  of  benthic  diatoms  from  the  course  of  the  Lusatian 

Neisse/Odra river system are simultaneously analysed via light microscopy and by 

using a next generation sequencing eDNA barcoding approach. The latter includes, 

besides the usage of BLAST algorithms for taxon identification, also a phylogenetic 

tree based approach. The  taxon  lists  for  the classic morphological approach are 

compared to the taxon lists derived from eDNA barcoding and it is shown that the 

latter always results  in a finer description of diatom diversity (a total of 103 taxa 

by  light microscopy  vs.  270  taxa  identified  by  eDNA  barcoding).  Therefore  this 

study demonstrates  that eDNA barcoding  is a  competitive approach  to describe 

diatom  communities  and  holds  the  potential  for  a  large  application  spectrum. 

Methodological challenges in eDNA barcoding are analysed and discussed. 

Contribution – Lead authorship, sample collection, data collection, morphological 

and molecular/NGS data analysis, development of NGS data analysis approach. 

 

20



CONCLUSIONS AND OUTLOOK 

 

The  here  assembled  studies  demonstrate  the  feasibility  of  environmental  DNA 

(eDNA)  barcoding  via  the  18S  V4 marker  region  for  the  description  of  diatom 

diversity  for water quality assessments.  Important  for  the  applicability of eDNA 

barcoding has been the invention of next generation sequencing (NGS) technology. 

It enables scientists to characterise community compositions via DNA sequences 

by  producing  large  numbers  of  sequences  from  environmental  samples 

(Andersson et al. 2009; Eiler et al. 2013; Shokralla et al. 2012; Sogin et al. 2006). 

The  handling  of  large  sequence  datasets  from  environmental  samples  already 

requires  insights  into  informatic  procedures.  But  the  implementation  and 

standardisation  of  bioinformatic  pipelines,  however,  demands  a  profound 

expertise  in both biology  and  informatics  (Collins & Cruickshank  2013;  Smith & 

Staetsky 2007; Yoccoz 2012), a combination still rarely found. If the bioinformatic 

pipelines  for  the  analysis  of  sequence  datasets  are  further  standardised  and 

automated,  eDNA  barcoding  as  an  objective  sequence‐based  method  for 

specimen  identification can  increase the comparability of datasets from different 

studies  and  laboratories.  A  standardised  eDNA  barcoding  approach  will  also 

facilitate monitoring programs with  large spatiotemporal dimensions  (Hajibabaei 

et  al.  2011;  Hajibabaei  et  al.  2012).  Due  to  the  high  number  of  sequences 

obtained from an investigated community, eDNA barcoding also allows for deeper 

sampling compared to microscopic approaches (Stoeck et al. 2009). It furthermore 

facilitates an  improved  insight  into diatom and other protist diversity and could 

therefore be  the basis  for a global projection of  their biodiversity  (Stoeck et al. 

2009). With  further  development  of  high  throughput  sequencing  the  future  of 

eDNA barcoding will  lie  in sequencing multiple markers  in parallel  (multiplexing) 

(Collins & Cruickshank 2013; Dupuis et al. 2012; Fujita et al. 2012) or even whole 

genomes  of  at  least  small  organelles  (Eiler  et  al.  2013;  Taberlet  et  al.  2012a; 

Taberlet et al. 2012b). 

Another  critical  point  for  the  accurateness  of  diversity  descriptions  via  eDNA 

barcoding is the establishment of taxonomically well curated reference databases 

and the introduction of community standards for the deposition of reference data. 

Curated  reference  databases  will  adopt  the  role  for  DNA  sequence  based 

approaches that printed  identification  literature has for morphology based taxon 

assignment.  This  is  due  to  the  fact  that  reference  libraries  are  algorithmically 

searchable for sequence similarities. The presently available reference databases 

for  diatoms  often  include  large  percentages  of  sequences  with  doubtful 

taxonomic  annotation  on  the  species  level.  Furthermore,  these  databases 

currently do not provide  standard pathways  to  trace  the  taxonomic  annotation 

back  to  the  original  voucher  specimen.  This means  that many  eDNA  barcoding 

21



studies are  limited to  identifications to the genus and family  level; and while for 

some  studies  (e.g.  large  scale  biodiversity  assessments)  this  level  of  taxonomic 

depth is sufficient, for others such as species inventories and monitoring programs 

it  is not. The here presented studies could show that with a combination of well 

curated databases and  tree based delimitation methods  sequence  identification 

even to the sub‐specific level are generally possible. 

22



SUMMARY 

 

The microscopical analysis of diatom diversity is a well established approach in the 

assessment of the ecological status of water bodies and  implemented e.g.  in the 

European Water  Framework Directive.  This dissertation presents environmental 

DNA (eDNA) barcoding of diatom communities as an alternative methodology to 

the routine use of light microscopy. 

The V4 locus of the 18S rRNA gene is introduced in this work as an adequate DNA 

barcoding marker for diatoms: the  locus  is flanked by regions that are conserved 

throughout the diatoms, thus serving as universal primer binding sites. The 18S V4 

region also contains sufficient sequence variation  for diatom discrimination on a 

stretch  of  only  approximately  390  bp;  therefore  it  is  also  suitable  for  next 

generation  sequencing.  A  standard  laboratory  protocol  for  the  amplification  of 

this marker  from  diatoms  in  culture  as well  as  from  environmental  samples  is 

specified  in  the  present  dissertation.  Furthermore,  this  work  includes  the 

agreement of  the CBOL Protist Working Group  (ProWG) on  the 18S V4  locus as 

pre‐barcode  for  the  assessment  of  general  protist  diversity.  In  addition  to  that 

each protist group could apply a second marker region to further examine taxon 

delimitation and diversity, if necessary. 

eDNA barcoding relates unidentified sequences from an environmental sample to 

identified  sequences  in  a  reference  database  to  obtain  an  assignment  of  the 

environmental  sequences  to  a  respective  taxon.  The  present  study  investigates 

the  taxonomic  discriminatory  power  of  eDNA  barcoding  in  comparison  to  light 

microscopy.  It  is  demonstrated  that  the DNA  based  approach  provides  a more 

refined  taxon  detection  than  the microscopical  approach.  As  the  simple  BLAST 

algorithm proved to be insufficient for the assignment of sequences to taxonomic 

entities, the phylogenetic‐based coalescent model approach (PCMA) is introduced. 

The PCMA  combines  the general mixed Yule‐coalescent  (GMYC) model – a  tree 

based  approach  ‐ with  the  statistic  evaluation  of  genetic  clusters  via  bootstrap 

support. 

It  is also shown that the quality of sequence assignment to taxonomic entities  is 

directly  related  to  the  quality  of  the  taxonomic  treatment  of  the  reference 

sequences; and the  information  in the most commonly used reference database 

INSDC (International Nucleotide Sequence Database Collaboration; incl. Genbank, 

EMBL/ENA and DDBJ) is of questionable quality. 

This  work  therefore  includes  best  practice  guidelines  for  the  deposition  of 

sequence  information  in  taxonomic  reference  libraries.  In  diatoms  reference 

sequences  are  almost  always  obtained  from  clonal  cultures  permitting  good 

documentation  possibilities.  Along  with  the  reference  sequences,  physical 

vouchers  in  form  of  herbarium  specimen  and  the  DNA  extract  need  to  be 

23



deposited  in  scientifically  curated  collections.  Also minimum  requirements  for 

metadata  are  suggested:  these  include  e.g.  collection  data,  cultivation  data, 

primer  and  amplification  details,  pherograms,  as  well  as  photographic 

documentation of microstructures important for identification. Even though these 

specifications  are  proposed  for  diatoms,  they  are  transferable  to  other  protist 

groups  and  also  beyond  that.  As  parts  of  the  specified  metadata  cannot  be 

deposited in the INSDC along with the sequence data, AlgaTerra and the database 

of the DNA Bank Network are discussed as complements. 

The  publications  assembled  in  the  present  dissertation  contribute  towards  the 

establishment  of  the  standard  application  of  eDNA  barcoding  in water  quality 

assessments via diatom community analysis by  introducing  (a) a methodological 

approach  and  (b)  best  practice  guidelines  for  the  deposition  of  reference 

sequences. 

24



ZUSAMMENFASSUNG 

Die  lichtmikroskopische  Bewertung  der  Diversität  von  Diatomeen  ist  eine 

erfolgreich  praktizierte Methode  zur Gewässergüteanalyse,  die  z.B.  auch  in  der 

Wasserrahmenrichtlinie der Europäischen Union umgesetzt wird. Die vorliegende 

Arbeit  stellt  environmental  DNA  (eDNA)  Barcoding  als  Alternative  zur  üblichen 

Untersuchung von Diatomeengesellschaften mit Hilfe von Lichtmikroskopie vor. 

Die auf dem 18S  rRNA Gen befindliche V4 Region wird  in dieser Dissertation als 

adäquater Marker für Diatomeen DNA Barcoding eingeführt: die Region wird von 

innerhalb  der  Diatomeen  konservierten  Sequenzabschnitten  flankiert,  die  als 

universelle Primer‐Bindungsstellen fungieren können. Des Weiteren zeigt die 18S 

V4  Region  auf  einem  relativ  kurzen  Sequenzabschnitt  (ca.  390  bp)  ausreichend 

Variation für die Unterscheidung verschiedener Taxa. Die geringe Abschnittslänge 

ermöglicht  zusätzlich  die  Sequenzierung  durch  Next‐Generation‐Sequencing‐

Technologie.  Die  Arbeit  beinhaltet  ein  Standardprotokoll  für  die  Amplifizierung 

der  18S  V4  Region  sowohl  aus  Kulturmaterial  als  auch  aus  Umweltproben. 

Außerdem  ist  in  der  vorliegenden  Studie  die  Entscheidung  der  CBOL  Protist 

Working Group  (ProWG)  für die 18S V4 Region als Pre‐Barcode  für alle Gruppen 

der  Protisten  enthalten.  Der  Marker  wird  also  zur  generellen  Erfassung  der 

Protistendiversität vorgeschlagen. Sollte darüber hinaus ein weiterer genetischer 

Marker für die Untersuchung von Taxongrenzen und Diversität innerhalb einzelner 

Gruppen nötig werden, wird dieser für jede Protistengruppe einzeln festgelegt. 

Beim eDNA Barcoding werden unidentifizierte Sequenzen aus einer Umweltprobe 

identifizierten  Sequenzen  in  einer  Referenzdatenbank  zugeordnet,  um  die 

Sequenzen aus der Umweltprobe einem entsprechenden Taxon  zuzuweisen. Die 

hier vorgestellte Untersuchung prüft die Unterschiede von Lichtmikroskopie und 

eDNA  Barcoding  hinsichtlich  ihrer  Möglichkeiten  der  taxonomischen 

Unterscheidung. Die sequenzbasierte Methodik lieferte eine feinere taxonomische 

Aufgliederung  als  die  Lichtmikroskopie.  Da  sich  eine  einfache  Zuordnung  von 

Sequenzen  zu  taxonomischen Einheiten mittels des BLAST Algorithmus als nicht 

ausreichend erwies, stellt diese Arbeit den phylogenetic‐based coalescent model 

Ansatz (PCMA) vor. Dieser kombiniert das general mixed Yule‐coalescent (GMYC) 

Modell, einen auf Baumberechnungen beruhenden Ansatz, mit der  statistischen 

Unterstützung einzelner genetischer Gruppen durch den Bootstrap Support.  

Zusätzlich  wird  der  direkte  Zusammenhang  von  der  Qualität  der 

Sequenzzuordnung  zu  taxonomischen Einheiten  zur Qualität der  taxonomischen 

Bearbeitung  von  Referenzsequenz  gezeigt.  In  der  gebräuchlichsten 

Referenzdatenbank  INSDC  (International  Nucleotide  Sequence  Database 

Collaboration;  inkl.  Genbank,  EMBL/ENA  and  DDBJ)  ist  die  vorhandene 

taxonomische Information zu Diatomeensequenzen fragwürdig. 

Deshalb  schlägt  die  vorliegende  Arbeit  Richtlinien  zur  Hinterlegung  von 

Referenzsequenzen  in  taxonomischen  Referenzdatenbanken  vor. 

25



Referenzsequenzen werden  im Falle der Diatomeen meist aus klonalen Kulturen 

erzeugt.  Hierdurch  ist  eine  umfangreiche  Dokumentation  möglich.  Neben  der 

Sequenzinformation  sollten  Herbarbelege  und  die  physische  DNA‐Probe  in 

wissenschaftlich  betreuten  Sammlungen  hinterlegt  werden. 

Minimalanforderungen  für begleitende Metadaten werden ebenfalls vorgestellt; 

hierzu  gehören  neben  Sammlungsdaten, Daten  zur  Kultivierung,  Information  zu 

Primern  und  PCR  sowie  den  Pherogrammen  auch  die  fotografische 

Dokumentation zur Bestimmung relevanter Mikrostrukturen. Diese Richtlinien für 

Diatomeen  können  ohne  weiteres  in  anderen  Protistengruppen  oder  auch 

darüber  hinaus  angewandt werden. Da  ein  Teil  der  aufgeführten Metadaten  in 

INSDC nicht hinterlegt werden können, werden AlgaTerra und die Datenbank des 

DNA‐Bank‐Netzwerks ergänzend vorgeschlagen. 

Die  in  der  vorliegenden  Dissertation  zusammengefassten  Arbeiten  tragen  zur 

Etablierung  von  eDNA  Barcoding  als  Standardanwendung  zur 

Gewässergüteanalyse mittels der Untersuchung von Diatomeengesellschaften bei. 

Sie  stellen erstens einen methodischen Ansatz vor und  zweitens  formulieren  sie 

Richtlinien  zur guten wissenschaftlichen Praxis hinsichtlich der Hinterlegung von 

Referenzsequenzen. 

26



REFERENCES 

 

Adler RW (1995) Filling the gaps in water quality standards: Legal perspectives on 
biocriteria. In Biological Assessment and Criteria: Tools for Water Resource 
Planning and Decision Making, ed. W. S. Davis & T. P. Simon, pp. 31‐47. 
Boca Raton, Florida: Lewis Publishers. 

Aletsee L, Jahnke J (1992) Growth and productivity of the psychrophilic marine 
diatoms Thalassiosira antarctica (Comber) and Nitzschia frigida (Grunow) 
in batch cultures at temperatures below the freezing point of sea water. 
Polar Biology 11, 643‐647. 

Allen AE, Dupont CL, Obornik M, et al. (2011) Evolution and metabolic significance 
of the urea cycle in photosynthetic diatoms. Nature 473, 203‐207. 

Alverson AJ, Theriot EC (2005) Comments on recent progress toward 
reconstructing the diatom phylogeny. Journal of Nanoscience and 
Nanotechnology 5, 57‐62. 

Amato A, Kooistra WHCF, Levialdi Ghiron JH, et al. (2007) Reproductive Isolation 
among Sympatric Cryptic Species in Marine Diatoms. Protist 158, 193‐207. 

Andersen RA (2004) Biology and systematics of heterokont and haptophyte algae. 
Am J Bot 91, 1508‐1522. 

Andersson AF, Riemann L, Bertilsson S (2009) Pyrosequencing reveals contrasting 
seasonal dynamics of taxa within Baltic Sea bacterioplankton communities. 
The ISME Journal 4, 171‐181. 

Anonymous (1703) Two letters from a gentleman in the country, relating to Mr. 
Leuwenhoeck’s letter in Transaction, No. 283. Philosophical Transactions 
of the Royal Society of London 23, 1494‐1498. 

Archibald REM (1984) Diatom illustrations—an appeal. Bacillaria 7, 173‐178. 
Armbrust EV (2009) The life of diatoms in the world's oceans. Nature 459, 185‐192. 
Bailey‐Watts AE (1976) Planktonic diatoms and some diatom‐silica relations in a 

shallow eutrophic Scottish loch. Freshwater Biology 6, 69‐80. 
Barbour MT, Stribling JB, Karr JR (1995) Multimetric approach for establishing 

biocriteria and measuring biological condition. In Biological Assessment 
and Criteria: Tools for Water Resource Planning and Decision Making, ed. 
W. S. Davis & T. P. Simon, pp. 63‐77∙ Boca Raton, Florida: Lewis publishers. 

Barth D, Krenek S, Fokin SI, Berendonk TU (2006) Intraspecific Genetic Variation in 
Paramecium Revealed by Mitochondrial Cytochrome c Oxidase I Sequences. 
Journal of Eukaryotic Microbiology 53, 20‐25. 

Becker S, Hanner R, Steinke D (2011) Five years of FISH‐BOL: Brief status report. 
Mitochondrial DNA 22, 3‐9. 

Behnke A, Engel M, Christen R, et al. (2011) Depicting more accurate pictures of 
protistan community complexity using pyrosequencing of hypervariable 
SSU rRNA gene regions. Environmental Microbiology 13, 340‐349. 

Behnke A, Friedl T, Chepurnov VA, Mann DG (2004) Reproductive compatibility 
and rDNA sequence analyses in the Sellaphora pupula species complex 
(Bacillariophyta). Journal of Phycology 40, 193‐208. 

Blaxter M, Floyd R (2003) Molecular taxonomics for biodiversity surveys: already a 
reality. Trends in Ecology & Evolution 18, 268‐269. 

27



Bortolus A (2008) Error Cascades in the Biological Sciences: The Unwanted 
Consequences of Using Bad Taxonomy in Ecology. AMBIO: A Journal of the 
Human Environment 37, 114‐118. 

Bory JBM (1822) Dictionnaire classique d'Histoire Naturelle, 1. Paris. 
Brown JH, Lomolino MV (1998) Biogeography. 2nd ed. Sunderland (MA): Sinauer. 
Burki F, Flegontov P, Obornik M, et al. (2012) Re‐evaluating the green versus red 

signal in eukaryotes with secondary plastid of red algal origin. Genome Biol 
Evol 4, 626‐635. 

Burki F, Shalchian‐Tabrizi K, Minge M, et al. (2007) Phylogenomics Reshuffles the 
Eukaryotic Supergroups. PLoS ONE 2, e790. 

Butcher RW (1947) Studies in the ecology of rivers. IV. The algae of organically 
enriched water. Journal of Ecology 35, 186‐191. 

Casteleyn G, Chepurnov VA, Leliaert F, et al. (2008) Pseudo‐nitzschia pungens 
(Bacillariophyceae): A cosmopolitan diatom species? Harmful Algae 7, 241‐
257. 

Chantangsi C, Lynn DH, Brandl MT, et al. (2007) Barcoding ciliates: a 
comprehensive study of 75 isolates of the genus Tetrahymena. 
International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology 57, 
2412‐2423. 

Collins RA, Cruickshank RH (2013) The seven deadly sins of DNA barcoding. 
Molecular Ecology Resources 13, 969‐975. 

Cox E (1991) What is the basis for using diatoms as monitors of river quality? in: 
B .A. Whitton, E. Rott & G.Friedrich (eds), Use of algae for monitoring 
rivers. E. Rott, Innsbruck, Austria: 33‐40. 

Coyne JA, Orr H (2004) Speciation. Sinauer, Sunderland, Massuchussets, USA. 545 
pp. 

Daniel GF, Chamberlain AHL, Jones EBG (1987) Cytochemical and electron 
microscopical observations on the adhesive materials of marine fouling 
diatoms. British Phycological Journal 22, 101‐118. 

Dasmahapatra KK, Elias M, Hill RI, Hoffman JI, Mallet J (2010) Mitochondrial DNA 
barcoding detects some species that are real, and some that are not. 
Molecular Ecology Resources 10, 264‐273. 

Dasmahapatra KK, Mallet J (2006) Taxonomy: DNA barcodes: recent successes and 
future prospects. Heredity 97, 254‐255. 

Davies SJ, Metcalfe SE, Caballero ME, Juggins S (2002) Developing diatom‐based 
transfer functions for Central Mexican lakes. Hydrobiologia 467, 199‐213. 

Dell'Uomo A (1999) Use of algae for monitoring rivers in Italy: current situation 
and perspectives. in: Use of Algae for Monitoring Rivers III ‐ Douai, France. 
l'Agence de l'Eau Artois‐Picardie. 

DeSalle R, Egan MG, Siddall M (2005) The unholy trinity: taxonomy, species 
delimitation and DNA barcoding. Philosophical Transactions of the Royal 
Society B: Biological Sciences 360, 1905‐1916. 

DeSalle ROB (2006) Species Discovery versus Species Identification in DNA 
Barcoding Efforts: Response to Rubinoff. Conservation Biology 20, 1545‐
1547. 

Descy J, Coste M (1991) A test of methods for assessing water quality based on 
diatoms. Negotiations of the International Society of Limnology 24, 2112‐
2116. 

28



Descy JP, Mouvet C (1984) Impact of the Tihange nuclear power plant on the 
periphyton and the phytoplankton of the Meuse River (Belgium). 
Hydrobiologia 119, 119‐128. 

Dorrell RG, Smith AG (2011) Do Red and Green Make Brown?: Perspectives on 
Plastid Acquisitions within Chromalveolates. Eukaryotic Cell 10, 856‐868. 

Dupuis JR, Roe AD, Sperling FAH (2012) Multi‐locus species delimitation in closely 
related animals and fungi: one marker is not enough. Molecular Ecology 21, 
4422‐4436. 

Ehrenberg CG (1838) Die Infusionsthierchen als vollkommene Organismen. 
Leipzig: Leopold Voss. i‐xviii +548 pp. 

Eiler A, Drakare S, Bertilsson S, et al. (2013) Unveiling Distribution Patterns of 
Freshwater Phytoplankton by a Next Generation Sequencing Based 
Approach. PLoS ONE 8, e53516. 

Enke N, Thessen A, Bach K, et al. (2012) The user's view on biodiversity data 
sharing — Investigating facts of acceptance and requirements to realize a 
sustainable use of research data —. Ecological Informatics 11, 25‐33. 

European Committee for Standardization (2003) European Standard. EN 14407. 
Water Quality – Guidance Standard for the Identification, Enumeration and 
Interpretation of Benthic Diatom Samples from Running Waters. CEN, 14 
pp. 

European Committee for Standardization (2004) European Standard. EN 14407. 
Water Quality – Guidance Standard for the Identification, Enumeration and 
Interpretation of Benthic Diatom Samples from Running Waters. CEN 
Brussels, 12 pp. 

European Parliament (2000) Directive 2000/60/EC of the European Parliament 
and of the Council. Official Journal of the European Communities 327. 

Falkowski PG, Barber RT, Smetacek V (1998) Biogeochemical Controls and 
Feedbacks on Ocean Primary Production. Science 281, 200‐206. 

Field CB, Behrenfeld MJ, Randerson JT, Falkowski P (1998) Primary Production of 
the Biosphere: Integrating Terrestrial and Oceanic Components. Science 
281, 237‐240. 

Fontaneto D, Herniou EA, Boschetti C, et al. (2007) Independently Evolving Species 
in Asexual Bdelloid Rotifers. PLoS Biol 5, e87. 

Ford BJ (1991) The Leeuwenhoek legacy. Biopress and Farrand Press, 185 pp. 
Forney LJ, Zhou X, Brown CJ (2004) Molecular microbial ecology: land of the one‐

eyed king. Current Opinion in Microbiology 7, 210‐220. 
Fujita MK, Leaché AD, Burbrink FT, McGuire JA, Moritz C (2012) Coalescent‐based 

species delimitation in an integrative taxonomy. Trends in Ecology & 
Evolution 27, 480‐488. 

Gersonde R, Harwood DM (1990) Lower Cretaceous diatoms from ODP Leg 113 
site 693 (Weddell Sea) Part 1: vegetative cells. Proceedings of the Ocean 
Drilling Program, Scientific Results 113, 365‐402. 

Gmelin JF (1791) In Systema Naturae Edition 13 1(6). Lipsiae. 
Godfray HCJ, Lewis OT, Memmott J (1999) Studying insect diversity in the tropics. 

Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B: 
Biological Sciences 354, 1811‐1824. 

29



Goodwin TW (1974) Carotenoids and biliproteins. In: Algal Physiology and 
Biochemistry. Botanical Monographs No. 10 (ed. Stuart, W. D. P.). Oxford, 
UK, Blackwells. 176‐205. 

Guiry MD (2013+) "Bacillariophyceae". http://www.algaebase.org. 
Hajibabaei M, deWaard JR, Ivanova NV, et al. (2005) Critical factors for assembling 

a high volume of DNA barcodes. Philosophical Transactions of the Royal 
Society B: Biological Sciences 360, 1959‐1967. 

Hajibabaei M, Shokralla S, Zhou X, Singer G, Baird D (2011) Environmental 
barcoding: a next‐generation sequencing approach for biomonitoring 
applications using river benthos. PLoS ONE 6, e17497. 

Hajibabaei M, Spall J, Shokralla S, van Konynenburg S (2012) Assessing biodiversity 
of a freshwater benthic macroinvertebrate community through non‐
destructive environmental barcoding of DNA from preservative ethanol. 
BMC Ecology 12, 1‐10. 

Hamsher SE, Evans KM, Mann DG, Poulíčková A, Saunders GW (2011) Barcoding 
Diatoms: Exploring Alternatives to COI‐5P. Protist 162, 405‐422. 

Hebert PDN, Cywinska A, Ball SL, deWaard JR (2003) Biological identifications 
through DNA barcodes. Proceedings of the Royal Society of London. Series 
B: Biological Sciences 270, 313‐321. 

Hebert PDN, Stoeckle MY, Zemlak TS, Francis CM (2004) Identification of Birds 
through DNA Barcodes. PLoS Biol 2, e312. 

Hudson RR, Coyne JA (2002) Mathematical consequences of the genealogical 
species concept. Evolution 56, 1557‐1565. 

Hutchinson GE (1968) When are species necessary? In Population biology and 
evolution (R.C. Lewontin, ed.), 177‐186. Syracuse University Press, New 
York. 

Jahn R (1984) The structure of the frustule and its variability in clones and 
populations. Proceedings of the 8th International Diatom Symposium 1984 
Proceedings of the 8th International Diatom Symposium 1984, 191‐204. 

Kaczmarska I, Reid C, Martin JL, Moniz MBJ (2008) Morphological, biological, and 
molecular characteristics of the diatom Pseudo‐nitzschia delicatissima 
from the Canadian MaritimesThis paper is one of a selection of papers 
published in the Special Issue on Systematics Research. Botany 86, 763‐772. 

Kelly MG (1998) Use of the trophic diatom index to monitor eutrophication in 
rivers. Water Research 32, 236‐242. 

Kelly MG, Cazaubon A, Coring E, et al. (1998) Recommendations for the routine 
sampling of diatoms for water quality assessments in Europe. Journal of 
Applied Phycology 10, 215‐224. 

Kermarrec L, Franc A, Rimet F, et al. (2014) A Next‐Generation Sequencing 
Approach to River Biomonitoring Using Benthic Diatoms. Freshwater 
Science 33, 349‐363. 

Kolkwitz R, Marsson M (1908) Ökologie der pflanzlichen Saprobien. Berichte der 
Deutschen Botanischen Gesellschaft 26, 505‐519. 

Kooistra WHCF, Medlin LK (1996) Evolution of the Diatoms (Bacillariophyta): IV. A 
Reconstruction of Their Age from Small Subunit rRNA Coding Regions and 
the Fossil Record. Molecular Phylogenetics and Evolution 6, 391‐407. 

Kützing FT (1844) Die kieselschaligen Bacillarien oder Diatomeen, Nordhausen. 
152 pp. 

30



Kvist S (2013) Barcoding in the dark?: A critical view of the sufficiency of zoological 
DNA barcoding databases and a plea for broader integration of taxonomic 
knowledge. Molecular Phylogenetics and Evolution 69, 39‐45. 

Lange‐Bertalot H (1979a) Pollution tolerance of diatoms as a criterion for water 
quality estimation. Nova Hedwigia 64, 285‐304. 

Lange‐Bertalot H (1979b) Toleranzgrenzen und Populationsdynamik benthischer 
Diatomeen bei unterschiedlich starker Abwasserbelastung. Algological 
Studies/Archiv für Hydrobiologie, Supplement Volumes 23, 184‐219. 

Lebeau TL, Robert JMR (2003) Diatom cultivation and biotechnologically relevant 
products. Part II: Current and putative products. Applied Microbiology and 
Biotechnology 60, 624‐632. 

Lowe RL, Golladay SW, Webster JR (1986) Periphyton response to nutrient 
manipulation in streams draining clearcut and forested watersheds. 
Journal of the North American Benthological Society 5. 

Luddington IA, Kaczmarska I, Lovejoy C (2012) Distance and Character‐Based 
Evaluation of the V4 Region of the 18S rRNA Gene for the Identification of 
Diatoms (Bacillariophyceae). PLoS ONE 7, e45664. 

Mann D, Sato S, Trobajo R, Vanormelingen P, Souffreau C (2010) DNA barcoding 
for species identification and discovery in diatoms. Cryptogamie. Algologie 
31, 557‐577. 

Mann DG (1999) The species concept in diatoms. Phycologia 38, 437‐495. 
Mann DG, Droop SJM (1996) 3. Biodiversity, biogeography and conservation of 

diatoms. Hydrobiologia 336, 19‐32. 
Mann DG, Vanormelingen P (2013) An Inordinate Fondness? The Number, 

Distributions, and Origins of Diatom Species. Journal of Eukaryotic 
Microbiology 60, 414‐420. 

Mayr E (1942) Systematics and the origin of species. New York: Columbia 
University Press. 334 pp. 

McCormick PV, Stevenson RJ (1989) Effects of snail grazing on benthic algal 
community structure in different nutrient environments. Journal of the 
North American Benthological Society 82, 162‐172. 

Medlin LK, Elwood HJ, Stickel S, Sogin ML (1991) Morphological and genetic 
variation within the diatom Skeletonema costatum (Bacillariophyta): 
evidence for a new species Skeletonema pseudocostatum. Journal of 
Phycology 27, 514‐524. 

Medlin LK, Kaczmarska I (2004) Evolution of the diatoms: V. Morphological and 
cytological support for the major clades and a taxonomic revision. 
Phycologia 43, 245‐270. 

Medlin LK, Kooistra WH, Gersonde R, Wellbrock U (1997) Is the origin of diatoms 
related to the end‐Permian mass extinction? Nova Hedwigia 65, 1‐11. 

Meyer CP, Paulay G (2005) DNA Barcoding: Error Rates Based on Comprehensive 
Sampling. PLoS Biol 3, e422. 

Monaghan MT, Wild R, Elliot M, et al. (2009) Accelerated Species Inventory on 
Madagascar Using Coalescent‐Based Models of Species Delineation. 
Systematic Biology 58, 298‐311. 

Moniz MBJ, Kaczmarska I (2009) Barcoding diatoms: Is there a good marker? 
Molecular Ecology Resources 9, 65‐74. 

31



Moniz MBJ, Kaczmarska I (2010) Barcoding of Diatoms: Nuclear Encoded ITS 
Revisited. Protist 161, 7‐34. 

Morales EA, Siver PA, Trainor FR (2001) Identification of diatoms 
(Bacillariophyceae) during ecological assessments: Comparison between 
Light Microscopy and Scanning Electron Microscopy techniques. 
Proceedings of the Academy of Natural Sciences of Philadelphia 151, 95‐
103. 

Moritz C, Cicero C (2004) DNA Barcoding: Promise and Pitfalls. PLoS Biol 2, e354. 
Moustafa A, Beszteri B, Maier UG, et al. (2009) Genomic Footprints of a Cryptic 

Plastid Endosymbiosis in Diatoms. Science 324, 1724‐1726. 
Müller OF (1783) Strand Parlebandet och Armbandet, tvanne microscopiska 

Strandvaxter. Kongl. Vetenskaps Aeademiens, Nya Handlingar, 4: 80‐5 and 
Tab. III. 

Müller OF (1786) Animalcula infusoria fluviatilia et marina. Lvi + 367 pp. Havniae: 
N. Moller. 

Norris RH, Morris KR (1995) The need for biological assessment of water quality: 
Australian perspective. Australian Journal of Ecology 20, 1‐6. 

Norton TA, Melkonian M, Andersen RA (1996) Algal biodiversity. Phycologia 35, 
308‐326. 

Novotny V, Drozd P, Miller SE, et al. (2006) Why Are There So Many Species of 
Herbivorous Insects in Tropical Rainforests? Science 313, 1115‐1118. 

Packer L, Gibbs J, Sheffield C, Hanner R (2009) DNA barcoding and the mediocrity 
of morphology. Molecular Ecology Resources 9 Suppl s1, 42‐50. 

Pan Y, Stevenson RJ, Hill BH, Herlihy AT, Collins GB (1996) Using diatoms as 
indicators of ecological conditions in lotic systems: A regional assessment. 
Joumal of the North American BenthologicaI Society 15, 481‐495. 

Patrick R (1949) A proposed biological measure of stream conditions based on a 
survey of the Conestoga Basin, Lancaster County, Pennsylvania. 
Proceedings of the Academy of Natural Sciences of Philadelphia 101, 277‐
341. 

Patrick R (1961) A study of the numbers and kinds of species found in rivers of the 
Eastern United States. Proceedings of the Academy of Natural Sciences of 
Philadelphia 113, 215‐258. 

Patrick R, Strawbridge D (1963) Variation in the structure of natural diatom 
communities. The American Naturalist 97, 51‐57. 

Patrick R, Wallace JH, Hohn MH (1954) A new method for determining the pattern 
of the diatom flora. Notulae Naturae 259, 2‐12. 

Pawlowski J, Audic S, Adl S, et al. (2012) CBOL Protist Working Group: Barcoding 
Eukaryotic Richness beyond the Animal, Plant, and Fungal Kingdoms. PLoS 
Biol 10, e1001419. 

Pawlowski J, Christen R, Lecroq B, et al. (2011) Eukaryotic Richness in the Abyss: 
Insights from Pyrotag Sequencing. PLoS ONE 6, e18169. 

Pons J, Barraclough TG, Gomez‐Zurita J, et al. (2006) Sequence‐Based Species 
Delimitation for the DNA Taxonomy of Undescribed Insects. Systematic 
Biology 55, 595‐609. 

Poulíčková A, Špačková J, Kelly M, Duchoslav M, Mann D (2008) Ecological 
variation within Sellaphora species complexes (Bacillariophyceae): 
specialists or generalists? Hydrobiologia 614, 373‐386. 

32



Pringle CM, Bowers JA (1984) An in situ substratum fertilization technique: diatom 
colonization on nutrient‐enriched, sand substrata. Canadian Journal of 
Fisheries and Aquatic Sciences 41, 1247‐1251. 

Prygiel J, Carpentier P, Almeida S, et al. (2002) Determination of the biological 
diatom index (IBD NF T 90–354): results of an intercomparison exercise. 
Journal of Applied Phycology 14, 27‐39. 

Rach J, DeSalle R, Sarkar IN, Schierwater B, Hadrys H (2008) Character‐based DNA 
barcoding allows discrimination of genera, species and populations in 
Odonata. Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences 275, 237‐
247. 

Ratnasingham S, Hebert PDN (2007) BOLD: The Barcode of Life Data System 
(http://www.barcodinglife.org). Molecular Ecology Notes 7, 355‐364. 

Raven JA, Waite AM (2004) The evolution of silicification in diatoms: inescapable 
sinking and sinking as escape? New Phytologist 162, 45‐61. 

Richards C, Johnson LB, Host GE (1996) Landscape‐scale influences on stream 
habitats and biota. Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences 53, 
295‐311. 

Rott E (1991) Methodological aspects and perspectives in the use of periphyton 
for monitoring and protecting rivers. In Use of Algae for Monitoring Rivers, 
ed. RA. Whitton, E. Rott & G. Friedrich, pp. 9‐16. Institut für Botanik, 
Universitat Innsbruck, Innsbruck, Austria: E. Rott, Publisher. 

Round FE (1991) Diatoms in river water‐monitoring studies. Journal of Applied 
Phycology 3, 129‐145. 

Round FE, Crawford RM, Mann DG (1990) The Diatoms: Biology and Morphology 
of the Genera. Cambridge University Press. 

Rubinoff D, Cameron S, Will K (2006) A Genomic Perspective on the Shortcomings 
of Mitochondrial DNA for “Barcoding” Identification. Journal of Heredity 97, 
581‐594. 

Schieber J, Krinsley D, Riciputi L (2000) Diagenetic origin of quartz silt in 
mudstones and implications for silica cycling. Nature 406, 981‐985. 

Schindel DE, Miller SE (2005) DNA barcoding a useful tool for taxonomists. Nature 
435, 17‐17. 

Scicluna SM, Tawari B, Clark CG (2006) DNA Barcoding of Blastocystis. Protist 157, 
77‐85. 

Shokralla S, Spall J, Gibson J, Hajibabaei M (2012) Next‐generation sequencing 
technologies for environmental DNA research. Mol Ecol 21, 1794 ‐ 1805. 

Sims PA, Mann DG, Medlin LK (2006) Evolution of the diatoms: insights from fossil, 
biological and molecular data. Phycologia 45, 361‐402. 

Smetacek V (1999) Diatoms and the Ocean Carbon Cycle. Protist 150, 25‐32. 
Smith TMF, Staetsky L (2007) The teaching of statistics in UK universities. Journal 

of the Royal Statistical Society: Series A (Statistics in Society) 170, 581‐622. 
Sogin ML, Morrison HG, Huber JA, et al. (2006) Microbial diversity in the deep sea 

and the underexplored "rare biosphere". Proceedings of the National 
Academy of Sciences 103, 12115‐12120. 

Spaulding SA, McKnight DM (1999) Assessing ecological conditions in rivers and 
streams with diatoms. In: The diatoms: Applications to the environmental 
and earth sciences eds. Stoermer EP, Smol JP), pp. 245‐260, Cambridge. 

33



Squires L, Rushforth S, Brotherson J (1979) Algal response to a thermal effluent: 
study of a power station on the provo river, Utah, USA. Hydrobiologia 63, 
17‐32. 

Stauber JL, Jeffrey SW (1988) Photosynthetic pigments in fifty‐one species of 
marine diatoms. Journal of Phycology 24, 158‐172. 

Steinman AD, McIntire CD, Gregory SV, Lamberti GV, Ashkenas L (1987) Effect of 
herbivore type and density on taxonomic structure and physiognomy of 
algal assemblages in laboratory streams. Canadian Journal of Fisheries and 
Aquatic Sciences 44, 1640‐1648. 

Stevenson RJ, Pan Y (1999) Assessing ecological conditions in rivers and streams 
with diatoms. In: The diatoms: Applications to the environmental and earth 
sciences eds. Stoermer EP, Smol JP), pp. 11‐40. Cambridge University Press, 
Cambridge. 

Stoeck T, Behnke A, Christen R, et al. (2009) Massively parallel tag sequencing 
reveals the complexity of anaerobic marine protistan communities. BMC 
Biology 7, 72. 

Stoeckle M (2003) Taxonomy, DNA and the barcode of life. Bioscience 53, 2‐3. 
Stoermer EF, Smol JP (1999) The diatoms: Applications for the environmental and 

earth sciences. ‐ Cambridge, Cambridge University Press. 
Stoof‐Leichsenring KR, Epp LS, Trauth MH, Tiedemann R (2012) Hidden diversity in 

diatoms of Kenyan Lake Naivasha: a genetic approach detects temporal 
variation. Molecular Ecology 21, 1918‐1930. 

Taberlet P, Coissac E, Hajibabaei M, Rieseberg L (2012a) Environmental DNA. Mol 
Ecol 21, 1789 ‐ 1793. 

Taberlet P, Prud'homme S, Campione E, et al. (2012b) Soil sampling and isolation 
of extracellular DNA from large amount of starting material suitable for 
metabarcoding studies. Mol Ecol 21, 1816 ‐ 1820. 

Tautz D, Arctander P, Minelli A, Thomas RH, Vogler AP (2003) A plea for DNA 
taxonomy. Trends in Ecology & Evolution 18, 70‐74. 

Theriot EC, Ashworth M, Ruck E, Nakov T, Jansen RK (2010) A preliminary 
multigene phylogeny of the diatoms (Bacillariophyta): challenges for future 
research. Plant Ecology and Evolution 143, 278‐296. 

Van Baalen C, O'Donnell R (1983) Isolation and Growth of Psychrophilic Diatoms 
from the Ice‐edge in the Bering Sea. Journal of General Microbiology 129, 
1019‐1023. 

Van de Vijver B, Beyens L, Lange‐Bertaltot H (2004) The genus Stauroneis in the 
Arctic and (Sub‐)Antarctic Regions. Bibliotheca Diatomologica, 51, p. 317. 

Van de Vijver B, Jarlman A, Haan MD, Compere P (2013) The Ultrastructure of 
Gomphonema augur and Gomphonema gautieri (Bacillariophyta). 
Cryptogamie, Algologie 34, 103‐116. 

Vanelslander B, Créach V, Vanormelingen P, et al. (2009) Ecological differantiation 
between sympatric pseudocryptic species in the estuarine benthic diatom 
Navicula phyllepta (Bacillariophyceae). Journal of Phycology 45, 1278‐1289. 

Vanormelingen P, Chepurnov VA, Mann DG, Cousin S, Vyverman W (2007) 
Congruence of morphological, reproductive and ITS rRDNA sequence data 
in some Australasian Eunotia bilunaris (Bacillariophyta). European Journal 
of Phycology 42, 61‐79. 

Wilson EO (2003) The encyclopedia of life. Trends in Ecology & Evolution 18, 77‐80. 

34



Woehle C, Dagan T, Martin WF, Gould SB (2011) Red and Problematic Green 
Phylogenetic Signals among Thousands of Nuclear Genes from the 
Photosynthetic and Apicomplexa‐Related Chromera velia. Genome Biol 
Evol 3, 1220‐1230. 

Yoccoz NG (2012) The future of environmental DNA in ecology. Molecular Ecology 
21, 2031‐2038. 

Yool A, Tyrrell T (2003) Role of diatoms in regulating the ocean's silicon cycle. 
Global Biogeochemical Cycles 17, 1103. 

Zalack JT, Smucker NJ, Vis ML (2010) Development of a diatom index of biotic 
integrity for acid mine drainage impacted streams. Ecological Indicators 10, 
287‐295. 

Zimmermann J, Abarca N, Enk N, et al. (2014a) Taxonomic Reference Libraries for 
Environmental Barcoding: A Best Practice Example from Diatom Research. 
PLoS ONE 9, e108793. 

Zimmermann J, Glöckner G, Jahn R, Enke N, Gemeinholzer B (2014b) 
Metabarcoding vs. morphological identification to assess diatom diversity 
in environmental studies. Molecular Ecology Resources, n/a‐n/a. 

Zimmermann J, Jahn R, Gemeinholzer B (2011) Barcoding diatoms: evaluation of 
the V4 subregion on the 18S rRNA gene, including new primers and 
protocols. Organisms Diversity & Evolution 11, 173‐192. 

Zinger L, Gobet A, Pommier T (2012) Two decades of describing the unseen 
majority of aquatic microbial diversity. Molecular Ecology 21, 1878‐1896. 

 

35



 

36



 

 

 

 

 

PART II 

PUBLICATIONS 

 

37



38



BARCODING DIATOMS: EVALUATION OF THE V4 SUBREGION ON THE 18S RRNA GENE, 
INCLUDING NEW PRIMERS AND PROTOCOLS 
 

JONAS ZIMMERMANN 

REGINE JAHN 

BIRGIT GEMEINHOLZER 
 

 

2011 

Organism Diversity & Evolution 11 (4): 173-192 

39



 

40



41



42



43



44



45



46



47



48



49



50



51



52



53



54



55



56



57



58



59



 

60



CBOL PROTIST WORKING GROUP: BARCODING EURAKYOTIC RICHNESS BEYOND THE 

ANIMAL, PLANT, AND FUNGAL KINGDOMS 
 

JAN PAWLOWSKI     ALEXANDER KUDRYAVTSEV 

STÉPHANE AUDIC     ENRIQUE LARA 

SINA ADL      JULIUS LUKEŠ 

DAVID BASS      DAVID G MANN 

LASSAÂD BELBAHRI     EDWARD A MITCHELL 

CÉDRIC BERNEY      FRANK NITSCHE 

SAMUEL S BOWSER     MARIA ROMERALO 

IVAN CEPICKA      GERY W SAUNDERS 

JOHAN DECELLE      ALASTAIR G SIMPSON 

MICAH DUNTHORN     ALEXEY V SMIRNOV 

ANNA M FIORE-DONNO    JOHN L SPOUGE 

GILLIAN H GILE      ROWENA F STERN 

MARIA HOLZMANN     THORSTEN STOECK 

REGINE JAHN      JONAS ZIMMERMANN 

MILOSLAV JIRKŮ     DAVID SCHINDEL 

PATRICK J KEELING     COLOMBAN DE VARGAS 

MARTIN KOSTKA 
 

 

2012 

PLoS Biology;10(11):e1001419 

61



 

62



63



64



65



66



 

67



 

 

68



TAXONOMIC REFERENCE LIBRARIES FOR ENVIRONMENTAL BARCODING: A BEST PRACTICE 

EXAMPLE FROM DIATOM RESEARCH 
 

JONAS ZIMMERMANN 

NÉLIDA ABARCA 

OLIVER SKIBBE 

WOLF-HENNING KUSBER 

NEELA ENK  

REGINE JAHN 
 

 

2014 

PLoS ONE 9(9): e108793 

69



 

70



71



72



73



74



75



76



77



78



79



80



81



82



83



84



85



86



87



88



89



90



91



92



93



 

94



METABARCODING VS. MORPHOLOGICAL IDENTIFICATION TO ASSESS DIATOM DIVERSITY IN 

ENVIRONMENTAL STUDIES 
 

JONAS ZIMMERMANN 

GERNOT GLÖCKNER 

REGINE JAHN 

NEELA ENKE 

BIRGIT GEMEINHOLZER 
 

 

2014 

Molecular Ecology Resources. DOI: 10.1111/1755-0998.12336 

95



 

96



97



98



99



100



101



102



103



104



105



106



107



108



109



110



111



112



 

113



 

 

114



 

 

 

 

PART III 

APPENDIX 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Although this may seem a paradox, all exact science is dominated by the idea of 

approximation. When a man tells you that he knows the exact truth about 

anything, you are safe in inferring that he is an inexact man.  

BERTRAND RUSSELL 

115



116



 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

Der Lebenslauf wurde aus der elektronischen 
Version der Arbeit entfernt. 
 
 
 
 

The curriculum vitae was removed from the 
electronic version of the paper. 



LIST OF PUBLICATIONS 

 

PEER REVIEWED PUBLICATIONS 

Enke, N., Kunze, R., Pustahija,  F., Glöckner, G.,  Zimmermann,  J., Oberländer,  J., 

Kamari, G. & Siljak‐Yakovlev, S. (subm.). Genome Size Shifts: Karyotype Evolution 

in Crepis section Neglectoides (Asteraceae). Plant Biology 

 

Enke,  N.,  Kulikovskiy,  M.,Abarca,  N.,  Zimmermann,  J.,  Gusev,  E.,  Skibbe,  O., 

Kusber,  W‐H.,  Witkowsi,  A.  &  Jahn,  R.  (subm.).  Settling  an  Old  Dispute?  A 

Molecular based Approach to Resolve the Phylogenetic Relationship of Pinnularia 

Ehrenb. and Caloneis P.T. Cleve (Bacillariophyceae). PLoS ONE. 

 

Zimmermann,  J.,  Glöckner,  G.,  Jahn,  R.,  Enke,  N.  &  Gemeinholzer,  B.  (2014). 

Metabarcoding  vs.  morphological  identification  to  assess  diatom  diversity  in 

environmental  studies.  Molecular  Ecology  Resources.  DOI:  10.1111/1755‐

0998.12336. 

 

Zimmermann, J., Abarca, N., Skibbe, O., Kusber, W.‐H., Enke, N. & Jahn, R. (2014). 

Taxonomic  Reference  Libraries  for  Environmental  Barcoding:  a  Best  Practice 

Example from Diatom Research. PLoS ONE 9(9): e108793. 

 

Kistenich,  S., Dressler, M.,  Zimmermann,  J., Hübener,  T., Bastrop, R. &  Jahn, R. 

(2014). An  investigation  into the morphology and genetics of Cyclotella comensis 

and closely related taxa. Diatom Research 29 (4): 423‐440. 

 

Abarca, N.,  Jahn, R., Zimmermann,  J. & Enke, N.  (2014). Does  the Cosmopolitan 

Diatom Gomphonema parvulum (Kützing) Kützing have a Biogeography? PLoS ONE 

9(1): e86885. 

 

Pawlowski,  J.,  Audic,  S.,  Adl,  S.,  Bass, D.,  Belbahri,  L.,  Berney,  C.,  Bowser,  S.S., 

Cepicka, I., Decelle, J., Dunthorn, M., Fiore‐Donno, A.M., Gile, G.H., Holzmann, M., 

Jahn,  R.,  Jirků, M.,  Keeling,  P.J.,  Kostka, M.,  Kudryavtsev, A.,  Lara,  E.,  Lukeš,  J., 

Mann, D.G., Mitchell, E.A., Nitsche,  F., Romeralo, M.,  Saunders, G.W.,  Simpson, 

A.G., Smirnov, A.V., Spouge, J.L., Stern, R.F., Stoeck, T., Zimmermann, J., Schindel, 

D.,  de  Vargas,  C.  (2012).  CBOL  Protist  Working  Group:  Barcoding  Eurakyotic 

Richness  beyond  the  Animal,  Plant,  and  Fungal  Kingdoms.  PLoS 

Biol.;10(11):e1001419. 

 

119



Zimmermann,  J.,  Jahn,  R.  &  Gemeinholzer,  B.  (2011).  Barcoding  diatoms: 

evaluation of the V4 subregion on the 18S rRNA gene, including new primers and 

protocols. Organism Diversity & Evolution 11 (4): 173‐192. 

 

120



TALKS 

 

Zimmermann,  J.,  Glöckner,  G.,  Jahn,  R.,  Enke,  N.  &  Gemeinholzer,  B.  (2014). 

Metabarcoding  of  freshwater  diatoms.  [invited  speaker]  Berlin  Center  for 

Genomics in Biodiversity Research (BeGenDiv) – Autumn Symposium 2014, Berlin, 

Germany. 

 

Abarca, N., Enke, N., Kusber, W.‐H., Zimmermann, J., Jahn, R. (2014). Reconciling 

morphological taxonomic concepts with molecular data ‐ a case study on several 

clone cultures. 23rd International Diatom Symposium, Nanjing, China.  

 

Enke, N., Zimmermann, J., Abarca, N., Kusber, W.‐H., Skibbe, O., Acs, E., Bouchez, 

A., Dvorak, P., Kelly, M., Mann, D., Poulickova, A., Rimet, F., Sabbe, K., Trobajo, R., 

Vyverman, W., Jahn, R. (2014). Standardising Information for Environmental DNA 

barcoding  of Diatoms  in  Taxonomic  Reference  Libraries  ‐  Examples  from  Berlin 

Waters. 23rd International Diatom Symposium, Nanjing, China. 

 

Zimmermann,  J., Glöckner, G.,  Jahn, R., Enke, N., Gemeinholzer, B.  (2014), NGS 

barcoding  vs.  morphological  identification  to  assess  diatom  composition  in 

environmental studies. 23rd International Diatom Symposium, Nanjing, China. 

 

Jahn,  R.,  Abarca,  N.,  Enke,  N.,  Kusber, W.‐H.  &  Zimmermann,  J.  (2014).  DNA 

barcoding  and  reference  libraries  –  impact  on  taxonomy.  8th Central  European 

Diatom Meeting, Zagreb, Croatia. 

 

Enke, N., Zimmermann, J., Abarca, N., Kusber, W.H., & Jahn, R. 2014. Calibration 

of  new  identification  tools  for  diatoms:  A  case  study  from  Berlin  waters.  15. 

Wissenschaftliche  Tagung  der  Sektion  Phykologie  der  Deutschen  Botanischen 

Gesellschaft, Stralsund, Germany. 

 

Enke, N., Acs, E., Bouchez, A., Dvorak, P., Jahn, R., Kelly, M., Kusber, W. H., Mann, 

D., Poulickova, A., Rimet, F., Sabbe, K., Trobajo, R., Vyverman, W. & Zimmermann, 

J.  (2013).  The  EU  Diatom  Barcoding  Initiative:  standardisation  of  sampling, 

taxonomic  validation  and  data  storage.  20th  International  Conference  on 

Environmental Indicators, Trier, Germany. 

 

Enke N., Abarca N.,  Zimmermann,  J.,  Skibbe O., &  Jahn R. 2013: Gomphonema 

parvulum  revisited:  A  critical  assessment  of  the  taxonomic  concept.  BioSyst.EU 

2013 Global systematics, Vienna, Austria. 

121



 

Kusber, W.‐H.,  Abarca,  N.,  Zimmermann,  J.,  von Mering,  S. &  Jahn,  R.  (2013). 

Open  access  to  protist  biodiversity  information:  from  file  cards  to  GBIF  . 

BioSyst.EU 2013 Global systematics, Vienna, Austria. 

 

Zimmermann,  J.,  Glöckner,  G.,  Jahn,  R.,  Pawlowski,  J.,  de  Vargas,  C.  & 

Gemeinholzer,  B.  2013:  Barcoding  diatoms with  the  18S  V4  region:  setting  an 

example for protists? BioSyst.EU 2013 Global systematics, Vienna, Austria. 

 

Kusber, W.‐H., Abarca, N., Skibbe, O., Zimmermann, J., Jahn, R. (2012). Reference 

library  of DNA‐barcoced  diatoms  ‐  A  use  case  for  publishing  data  via  the GBIF 

database AlgaTerra.  Institute Ruder Boskovic, Center for Marine Research, Rovinj, 

Croatia. 

 

Zimmermann,  J.  (2012).  Next‐Generation  sequencing  (NGS)  methods  in 

environmental  barcoding  –  a  progress  report on  biomonitoring  of  benthic  river 

diatoms". Institute Ruder Boskovic, Center for Marine Research, Rovinj, Croatia. 

 

Jahn,  R.,  Zimmermann,  J.,  Romero, O.  R.  (2012).  A molecular  approach  to  the 

taxonomy  of  Cocconeis  placentula  sensu  lato.  22nd  International  Diatom 

Symposium Gent, Belgium. 

 

Kusber, W.‐H., Abarca, N., Skibbe, O., Zimmermann, J., Jahn, R. (2012). Reference 

library  of DNA‐barcoded  diatoms  ‐ A  use  case  for  publishing  data  via  the GBIF 

database AlgaTerra. 22nd International Diatom Symposium Gent, Belgium. 

 

Romero, O., Jahn, R., Zimmermann, J. (2012). A culture based study of Cocconeis 

lineate  Ehrenberg  and    Cocconeis  euglypta  Ehrenberg  (Bacillariophyta): 

morphology,  typification  and  barcoding.  22nd  International Diatom  Symposium 

Gent, Belgium. 

 

Zimmermann, J., Glöckner, G., Jahn, R., Gemeinholzer, B. (2012). Next‐generation 

sequencing  (NGS) methods  in  environmental  barcoding  ‐  a  progress  report  on 

biomonitoring  of  benthic  river  diatoms.  22nd  International  Diatom  Symposium 

Gent, Belgium. 

 

Jahn,  R.,  Zimmermann,  J.,  Abarca,  N.,  von  Mering,  S.,  Kusber,  W.‐H.  (2012). 

Diatom  research:  towards  cybertaxonomy.  26.  Treffen  Deutschsprachiger 

Diatomologen, 6th Central European Diatom Meeting, Innsbruck, Austria. 

122



 

Zimmermann,  J.,  Jahn,  R.,  Gemeinholzer,  B.  (2012).  Diatom  DNA  barcoding 

revisited. [invited speaker] 14. Wissenschaftliche Tagung der Sektion Phykologie in 

der Deutschen Botanischen Gesellschaft, Wissenschaftliche Tagung der Deutschen 

Gesellschaft für Protozoologie Wuppertal, Germany. 

 

Abarca,  N.  Zimmermann,  J.  Jahn,  R.  (2011).  Gomphonema  parvulum  Kützing: 

Evaluation of some morphological and molecular characters. 5th Central European 

Diatom Meeting, Szczecin, Poland. 

 

Abarca, N., Zimmermann, J. & Jahn, R. (2010). Taxonomy of some species of the 

diatom  genus Gomphonema  using morphological  and morphological  data.  21st 

International Diatom Symposium, St. Paul, USA. 

 

Zimmermann,  J., Gemeinholzer, B. &  Jahn, R.  (2010). Barcoding diatoms: water 

monitoring  via  molecular  methods.  21st  International  Diatom  Symposium,  St. 

Paul, USA. 

 

Zimmermann,  J.,  Gemeinholzer,  B.,  Jahn,  R.  (2010).  Diatom  barcoding:  water 

monitoring using molecular tools. 2nd Conference of the European Consortium for 

the Barcode of Life, Braga, Portugal. 

 

Zimmermann J., Gemeinholzer B. & Jahn R. (2010). Evaluation of cox1 and 18S as 

DNA  barcoding  loci  for  diatoms.  13.  Wissenschaftliche  Tagung  der  Sektion 

Phykologie, Reichenau, Germany. 

 

Zimmermann J., Gemeinholzer B. & Jahn R. (2010). Barcoding diatoms: Common 

marker,  new  primers!  4th  Central  European  Diatom  Meeting  2010, 

Reichenau/Bodensee, Germany. 

 

Pfannkuchen, M., Marić, D., Godrijan,  J., Precali, R.,  Jahn, R., Gemeinholzer, B., 

Zimmermann,  J.  &  Batel,  R.  (2010).  Regularly  occurring  domination  of 

Skeletonema sp. in the winter phytoplankton of the northern Adriatic Sea. How to 

resolve  the  species?  4th  Central  European  Diatom  Meeting  2010, 

Reichenau/Bodensee, Germany. 

 

Gemeinholzer, B., Zimmermann, J. & Jahn, R. (2008). Establishing DNA‐Barcoding 

Methods in Diatoms for Diversity Assessments. Botany 2008, Vancouver, Canada 

 

123



Zimmermann,  J.,  Gemeinholzer,  B.,  Kube,  M.  &  Jahn,  R.  (2008).  Diatoms  as 

bioindicators: watermonitoring via DNA barcoding. Systematics 2008, Göttingen, 

Germany. 

 

124



POSTER 

 

Pfannkuchen,  M.,  Godrijan,  J.,  Marić  Pfannkuchen,  D.,  Kusber,  W.‐H., 

Zimmermann, J., Dröge, G., Enke, N., Abarca, N. & Jahn, R. (2014). Diatom species 

from  the northern Adriatic:  Life  cell  cultures,  voucher material  and DNA‐banks. 

8th Central European Diatom Meeting, Zagreb, Croatia. 

 

Enke, N., Acs, E., Bouchez, A., Dvorak, P., Jahn, R., Kelly, M., Kusber, W.‐H., Mann, 

D., Poulickova, A., Rimet, F., Sabbe, K., Trobajo, R., Vyverman, W., Zimmermann, J. 

(2013).  DiaDem  EU  Implementing  DNA  Barcoding  into  the  Water  Framework 

Directive: standardisaton of sampling, taxonomic validation and data storage. 7th 

Central European Diatom Meeting, Thonon, France. 

 

Pfannkuchen, M., Godrijan,  J., Marić Pfannkuchen, D., Dröge, G., Kusber, W.‐H., 

Zimmermann, J., Enke, N., Abarca, N. & Jahn, R. (2013). Access to the planktonic 

biodiversity of the northern Adriatic.  BioSyst.EU 2013 Global systematics, Vienna, 

Austria. 

 

Pfannkuchen,  M.,  Godrijan,  J.,  Marić  Pfannkuchen,  D.,  Kusber,  W.  H., 

Zimmermann,  J., Dröge, G., Enke, N., Abarca, N. &  Jahn, R. 2013. Access  to  the 

planktonic biodiversity of the northern Adriatic. Biosyst.EU 2013, Vienna, Austria. 

 

Jahn,  R.,  Zimmermann,  J.,  Abarca,  N.,  von  Mering,  S.,  Kusber,  W.‐H.  (2012). 

Diatom  research:  towards cybertaxonomy. 13.  Jahrestagung der Gesellschaft  für 

Biologische Systematik (GfBS), Bonn, Germany. 

 

Zimmermann, J., Jahn, R., Glöckner, G., Gemeinholzer, B. 2012:   "DNA barcoding 

of diatoms: establishment of routine laboratory. 13. Jahrestagung der Gesellschaft 

für Biologische Systematik (GfBS), Bonn, Germany. 

  

Zimmermann,  J.,  Gemeinholzer,  B.,  Kube, M.,  Reinhardt,  R. &  Jahn,  R.  (2009). 

Watermonitoring  via  DNA  barcoding:  diatoms  as  bioindicators.  Systematics, 

Leiden, Netherlands. 

125



ERKLÄRUNG 

 

Ich erkläre: Ich habe die vorgelegte Dissertation selbständig und ohne unerlaubte 

fremde  Hilfe  und  nur  mit  den  Hilfen  angefertigt,  die  ich  in  der  Dissertation 

angegeben  habe.  Alle  Textstellen,  die  wörtlich  oder  sinngemäß  aus 

veröffentlichten Schriften entnommen sind, und alle Angaben, die auf mündlichen 

Auskünften  beruhen,  sind  als  solche  kenntlich  gemacht.  Bei  den  von  mir 

durchgeführten und  in der Dissertation erwähnten Untersuchungen habe  ich die 

Grundsätze  guter wissenschaftlicher  Praxis, wie  sie  in  der  ’Satzung  der  Justus‐

Liebig‐Universität  Gießen  zur  Sicherung  guter  wissenschaftlicher  Praxis’ 

niedergelegt sind, eingehalten. 

 

 

Gießen, November 2014 

 

_______________________ 

JONAS ZIMMERMANN 

126



ACKNOWLEDGEMENTS 

 

I express my deepest gratitude to 

 PD Dr B. Gemeinholzer, Dr R. Jahn and PD Dr G. Glöckner for the initiation 

of the project, the encouragement to follow my ideas, the hard time they 

gave me  to  defend  them  and  the  excellent  supervision  during  the  last 

years. 

 the dissertation committee including PD Dr B. Gemeinholzer and PD Dr G. 

Glöckner for mentoring the thesis and Prof Dr V. Wissemann and Prof Dr 

T. Wilke for participating in the defence of the thesis. 

 The Deutsche Forschungsgemeinschaft for funding. 

 the  Systematic  Botany  Group  at  Justus‐Liebig‐University  Giessen  for 

taking me under their wing and giving me the freedom to do most of my 

work at the Botanic Garden and Botanical Museum in Berlin; A. Mehl for 

always being so supportive with the administrative peculiarities. 

 the  Research  Group  Diatoms  at  the  Botanic  Garden  and  Botanical 

Museum, ZE Freie Universität Berlin for hosting me, providing me with a 

fruitful research environment. 

 my colleagues Dr N. Abarca, Dr N. Enke, W.‐H. Kusber, Dr. D. Lauterbach, 

D. Mora, Prof Dr K. Sabbe, Dr K. Stachura‐Suchoples and Dr H. Zetzsche 

for  the  help  and  the  productive  discussions  and  cooperation  on  all 

aspects of diatom research as well as their moral support. 

 J.  Bansemer, M.  Lüchow,  I.  Danßmann  for  their  support  with  the  lab 

work.  

 Dr O. Skibbe (Larger Than Life) for his brown‐greenish thumbs  in diatom 

cultivation 

 the Team of the Berlin Center for Genomics  in Biodiversity, especially S. 

Mbedi, Dr M.T. Monaghan  and  K. Richter  for  the  help with  theoretical 

and practical aspects of next generation sequencing. 

 my  colleagues  J.  Godrijan,  Dr  D.  Marić‐Pfannkuchen  and  Dr  M. 

Pfannkuchen  for  giving me  insights  in  the  biodiversity  of  the  Adriatic 

diatoms. 

 Dr H.  Enke, M.  Simon  and C. Breuer  for  extensive  advice on  computer 

eccentricities. 

 M. Rodewald for the discussion on all matters of the general aesthetics. 

 my extended “Patchwork family”, NE for almost everything as well as to 

my friends, especially EEN, FOW, IR, CR, LK, S, MKN, FG for enduring my 

bad  temper,  running  through  the world,  keeping me  sane and healthy; 

they never doubted me. 

127


	PartI_Preface
	Mainbody.pdf
	PartI_Synopsis
	PartII_Publications
	PubI
	PartII_Publications2
	PubII
	PartII_Publications3
	PubIII
	PartII_Publications4
	PubIV
	PartIII_Appendix

	DasEnde


<<
  /ASCII85EncodePages false
  /AllowTransparency false
  /AutoPositionEPSFiles true
  /AutoRotatePages /None
  /Binding /Left
  /CalGrayProfile (Dot Gain 20%)
  /CalRGBProfile (sRGB IEC61966-2.1)
  /CalCMYKProfile (U.S. Web Coated \050SWOP\051 v2)
  /sRGBProfile (sRGB IEC61966-2.1)
  /CannotEmbedFontPolicy /Error
  /CompatibilityLevel 1.4
  /CompressObjects /Tags
  /CompressPages true
  /ConvertImagesToIndexed true
  /PassThroughJPEGImages true
  /CreateJobTicket false
  /DefaultRenderingIntent /Default
  /DetectBlends true
  /DetectCurves 0.0000
  /ColorConversionStrategy /CMYK
  /DoThumbnails false
  /EmbedAllFonts true
  /EmbedOpenType false
  /ParseICCProfilesInComments true
  /EmbedJobOptions true
  /DSCReportingLevel 0
  /EmitDSCWarnings false
  /EndPage -1
  /ImageMemory 1048576
  /LockDistillerParams false
  /MaxSubsetPct 100
  /Optimize true
  /OPM 1
  /ParseDSCComments true
  /ParseDSCCommentsForDocInfo true
  /PreserveCopyPage true
  /PreserveDICMYKValues true
  /PreserveEPSInfo true
  /PreserveFlatness true
  /PreserveHalftoneInfo false
  /PreserveOPIComments true
  /PreserveOverprintSettings true
  /StartPage 1
  /SubsetFonts true
  /TransferFunctionInfo /Apply
  /UCRandBGInfo /Preserve
  /UsePrologue false
  /ColorSettingsFile ()
  /AlwaysEmbed [ true
  ]
  /NeverEmbed [ true
  ]
  /AntiAliasColorImages false
  /CropColorImages true
  /ColorImageMinResolution 300
  /ColorImageMinResolutionPolicy /OK
  /DownsampleColorImages true
  /ColorImageDownsampleType /Bicubic
  /ColorImageResolution 300
  /ColorImageDepth -1
  /ColorImageMinDownsampleDepth 1
  /ColorImageDownsampleThreshold 1.50000
  /EncodeColorImages true
  /ColorImageFilter /DCTEncode
  /AutoFilterColorImages true
  /ColorImageAutoFilterStrategy /JPEG
  /ColorACSImageDict <<
    /QFactor 0.15
    /HSamples [1 1 1 1] /VSamples [1 1 1 1]
  >>
  /ColorImageDict <<
    /QFactor 0.15
    /HSamples [1 1 1 1] /VSamples [1 1 1 1]
  >>
  /JPEG2000ColorACSImageDict <<
    /TileWidth 256
    /TileHeight 256
    /Quality 30
  >>
  /JPEG2000ColorImageDict <<
    /TileWidth 256
    /TileHeight 256
    /Quality 30
  >>
  /AntiAliasGrayImages false
  /CropGrayImages true
  /GrayImageMinResolution 300
  /GrayImageMinResolutionPolicy /OK
  /DownsampleGrayImages true
  /GrayImageDownsampleType /Bicubic
  /GrayImageResolution 300
  /GrayImageDepth -1
  /GrayImageMinDownsampleDepth 2
  /GrayImageDownsampleThreshold 1.50000
  /EncodeGrayImages true
  /GrayImageFilter /DCTEncode
  /AutoFilterGrayImages true
  /GrayImageAutoFilterStrategy /JPEG
  /GrayACSImageDict <<
    /QFactor 0.15
    /HSamples [1 1 1 1] /VSamples [1 1 1 1]
  >>
  /GrayImageDict <<
    /QFactor 0.15
    /HSamples [1 1 1 1] /VSamples [1 1 1 1]
  >>
  /JPEG2000GrayACSImageDict <<
    /TileWidth 256
    /TileHeight 256
    /Quality 30
  >>
  /JPEG2000GrayImageDict <<
    /TileWidth 256
    /TileHeight 256
    /Quality 30
  >>
  /AntiAliasMonoImages false
  /CropMonoImages true
  /MonoImageMinResolution 1200
  /MonoImageMinResolutionPolicy /OK
  /DownsampleMonoImages true
  /MonoImageDownsampleType /Bicubic
  /MonoImageResolution 1200
  /MonoImageDepth -1
  /MonoImageDownsampleThreshold 1.50000
  /EncodeMonoImages true
  /MonoImageFilter /CCITTFaxEncode
  /MonoImageDict <<
    /K -1
  >>
  /AllowPSXObjects false
  /CheckCompliance [
    /None
  ]
  /PDFX1aCheck false
  /PDFX3Check false
  /PDFXCompliantPDFOnly false
  /PDFXNoTrimBoxError true
  /PDFXTrimBoxToMediaBoxOffset [
    0.00000
    0.00000
    0.00000
    0.00000
  ]
  /PDFXSetBleedBoxToMediaBox true
  /PDFXBleedBoxToTrimBoxOffset [
    0.00000
    0.00000
    0.00000
    0.00000
  ]
  /PDFXOutputIntentProfile ()
  /PDFXOutputConditionIdentifier ()
  /PDFXOutputCondition ()
  /PDFXRegistryName ()
  /PDFXTrapped /False

  /CreateJDFFile false
  /Description <<
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
    /BGR <FEFF04180437043f043e043b043704320430043904420435002004420435043704380020043d0430044104420440043e0439043a0438002c00200437043000200434043000200441044a0