Vorkommen von Leptospiren in Tierbeständen zoologischer Gärten - Straube, Martin; Justus Liebig University Giessen (My University, 2007)
Ziel der vorliegenden Arbeit war es, Informationen über das Vorkommen von Leptospira-Infektionen in Tierbeständen zoologischer Gärten in Deutschland zu gewinnen. Hierzu wurden Serum- und Nierengewebsproben von Zootieren (n = 927), Futtertieren (n = 123) und wildlebenden Tieren (n = 745) auf Leptospira-spezifische Antikörper bzw. Leptospiren und Leptospira-spezifische DNS untersucht. Die Proben stammten von Tieren in den folgenden zoologischen Gärten und Tierparks: Tierpark im Leintal, Tierpark Göppingen, Tierpark Pforzheim, Tierpark Ulm, Schwabenpark Welzheim, Nyphaea Esslingen und Zoologisch-Botanischer Garten Wilhelma, Stuttgart, in Baden-Württemberg sowie Zoo Landau/Pfalz in Rheinland Pfalz und Naturzoo Rheine in Nordrhein-Westfalen. Die Serumproben waren in den Jahren von 1996 bis 2003 von Zootieren im Zuge routinetierärztlichen Untersuchungen entnommen worden. Nierengewebsproben wurden in den Jahren 2002 und 2003 gewonnen. Sie stammten zum einen von Zootieren (n = 75), die in diesem Zeitraum zu Tode gekommen waren. Außerdem wurden Nierengewebsproben von wildlebenden Tieren (n = 745) entnommen, die auf dem Zoogelände bei der Schädlingsbekämpfung mit Fallen gefangen oder vergiftet, oder bei der Bejagung erlegt oder zufällig tot aufgefunden worden waren. In gleicher Weise wurden kleine Säugetiere und Vögel (n = 123) beprobt, die als Futtertiere für beutegreifende Zootiere verwendet wurden. Die Untersuchung der Serumproben auf Leptospira-spezifische Antikörper erfolgte im Mikroagglutinationstest (MAT). Nierengewebsproben wurden einem DNS-Extraktionsverfahren unterzogen und mit der LeptoF/LeptoR-PCR nach Smythe et al., 2002 untersucht. Parallel wurde versucht, Leptospiren durch Anzucht in EMJH-Medium im Nierengewebe nachzuweisen. Bei der Untersuchung der Zootiere konnten gegen alle 10 untersuchten Leptospira-Serovare gerichtete Antikörper gefunden werden (Australis, Autumnalis, Canicola, Grippotyphosa, Copenhageni, Pomona, Hardjo, Saxkoebing, Sejroe, Tarassovi). Gegen mindestens ein Serovar gerichtete Antikörper-Titer ab einer Höhe von 1:100 kamen bei 12,6 % der Zootiere vor. In der Wilhelma waren bei 10,7 % der Zootiere gegen Leptospira gerichtete Antikörper nachweisbar, in den anderen Zoos bei 25,0 %. Dieser Unterschied war signifikant. Gegen das Serovar Copenhageni gerichtete Antikörper kamen am häufigsten vor (63,8 % der positiven Reaktionen in der Wilhelma und 31,8 % in den anderen Zoos). Am häufigsten waren gegen Leptospira gerichtete Antikörper bei den Gattungen der Raubtiere mit 30 % (n = 15) und der Unpaarhufer mit 24,0 % (n = 19) festzustellen. Jedoch wurden bei keinem einzigen Zootier Leptospiren oder Leptospira-spezifische DNS mittels Anzüchtung bzw. PCR nachgewiesen. Dagegen reagierten Proben von 3,4 % der untersuchten wildlebenden Tiere in der PCR positiv. Am häufigsten wurde Leptospira-DNS bei Wanderratten (Rattus norvegicus) nachgewiesen (9,7 % der untersuchten Tiere). Auch die Hausmaus (Mus musculus) mit 3,0 % und die Gelbhalsmaus (Apodemus flavicollis) mit 0,9 % wurden als Leptospiren-Wirte belegt. Außerdem reagierten ein Igel (Erinaceus europaeus) und eine Zwergfledermaus (Pipistrellus pipistrellus) PCR-positiv. Bei keinem von 86 getesteten wildlebenden Tieren aus der Wilhelma verlief der MAT positiv. Als mögliche Ausscheider dominierten in der Wilhelma Haus- und Gelbhalsmaus. Wanderratten kamen dort aufgrund eines intensiven und effektiven Bekämpfungsprogramms nur selten vor. Diese Art war im Unterschied dazu in den anderen Tierhaltungen das häufigste Nagetier. Bei keinem Futtertier wurden Leptospiren-DNS oder gegen Leptospira gerichtete Antikörper festgestellt. Die Häufigkeit von Leptospira-Infektionen bei Zootieren scheint mit der Höhe der Rattenpopulation zuzunehmen, weshalb die Bekämpfung gerade dieser Tierart zur Vermeidung von Leptospirosen in Zoos bedeutsam ist. Für das Zoopersonal scheint vom Tierbestand der untersuchten Tierhaltungen kein besonderes Infektionsrisiko auszugehen. Selbst bei serologisch positiven Zootieren wurde in keinem Fall in den Nieren Leptospiren-DNS gefunden. Personen mit Kontakt zu Tieren oder tierischen Ausscheidungen sollten auf das Leptospiroserisiko hingewiesen werden. Maßnahmen des Infektionsschutzes (Schutzkleidung, Desinfektionsvorrichtungen, Abfallentsorgung u.ä.) sollten in die betrieblichen Abläufe integriert sein und auch gegen Leptospiren gerichtet sein.

The aim of this study was to present data about the prevalence of leptospiral infections in animal collections of German zoologic gardens. The risk of exposure and subsequent infection for zoo animals and zoo staff was assessed by serological, molecular biological, and epidemiological studies on zoo animal species as well as free roaming and feeding animals. Blood serum samples and kidney samples from zoo animals (n = 927), feeding animals (n = 123) and free roaming animals (n = 745) were tested for antibodies against leptospires or leptospires and leptospiral DNA, respectively. Samples originated in the Zoological Botanical Garden Wilhelma, Stuttgart, and six other zoos located in Germany. Serum samples had been collected from 1996 through 2003 during routine veterinary examinations. Kidney samples were collected during 2002 and 2003. They originated from zoo animals (n = 75) that died in that period for various reasons, and from free roaming animals (n = 745) trapped or poisoned during normal pest control. Similarly, samples were taken from small birds and mammals (n = 123) used as prey for predator species. Serum samples were tested for antibodies against leptospires by the microagglutination assay (MAT). Kidney samples were submitted to an DNA extraction procedure followed by PCR analysis for leptospiral DNA with primers LeptoF and LeptoR (Smythe et al., 2002). Additionally, kidney samples were tested for leptospires by culture methods using EMJH medium. In zoo animals, antibodies were detected against all serovars that were used as test antigen in the MAT (Australis, Autumnalis, Canicola, Grippotyphosa, Copenhageni, Pomona, Hardjo, Saxkoebing, Sejroe, Tarassovi). In summary, 12.6 % of the tested zoo animals showed antibodies (titres of ³ 1:100) against at least one serovar. Significantly less animals proved positive in the Wilhelma (10.7 %) than in the other zoos (25 %). Most of the positive serum samples contained antibodies against serovar Copenhageni (63.8 %, Wilhelma; 31.8 %, other zoos). Antibodies against leptospires were most prevalent in tested predators (30 %) and odd-toed ungulates (24 %). However, leptospires were not detected in any zoo animal by the culture or PCR method. In contrast, leptospiral DNA was detected in 3.4 % of the free roaming animals. The rate of positive individuals (9.7 %) was highest in the brown rat (Rattus norvegicus). Leptospiral DNA was also detected in house mice (Mus musculus; 3.0 %) and yellow necked field mice (Apodemus flavicollis; 0,9 %). Interestingly, one hedgehog (Erinaceus europaeus) and one pipistrelle bat (Pipistrellus pipistrellus) tested positive as well. Antibodies against leptospires were not detected in any of the 86 samples from free roaming animals tested by the MAT. Additionally, non of the tested prey animals tested positive for leptospires or leptospiral DNA or leptospiral antibodies. In the Wilhelma Zoo, the house mice and the yellow necked field mice were observed to be the dominating potential shedders of leptospires while the brown rat was rare in this zoo due to an intensive and effective pest control program. In contrast, the brown rat was the most common rodent in the other zoos. These results suggest that zoo animals in Germany are exposed to leptospires frequently and that this frequency positively correlates with the local population density of the brown rat. However, the risk of infection appears to be low for the staffs and visitors from the animal collections in the zoos examined. Even in kidney samples from seropositive zoo animals leptospiral DNA was never detectable. Nevertheless, people having contact to animals or their excretions should be educated about risks of infection and protective measures. It is crucial to implement and maintain strict rules of hygiene including those specifically directed against leptospires.
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